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Description
Morphologie
Le maïs est une céréale herbacée annuelle, d’environ 2m de haut et à très faible ou sans tallage, il présente une large diversité morphologique selon les variétés (Marchand et al., 1997 ; Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009 ; Dagorn, 2016).
Appareil végétatif
Le système racinaire est fibreux et fasciculé (Somda, 2016). La tige est constituée d’écorce et de moelle, mesurant entre 0,6 et 6 mètres (Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009). Elle se subdivise en entre-nœuds dont le nombre varie de 6 à 20. Au niveau de chaque nœud, est insérée une feuille alternativement d’un côté et, de l’autre de la tige, un bourgeon axillaire (Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009). Les feuilles sont typiques des graminées, elles sont longues, larges, poilues, dressées horizontalement et la face supérieure est dirigée vers le haut (Nyabyenda, 2005).
Appareil reproducteur
Le maïs a des inflorescences généralement unisexuées (séparées) (Hoopen & Maïga, 2012 ; Sokhna, 2018), c’est une plante monoïque, c’est-à-dire les fleurs mâles et femelles sont portées par la même plante mais placées à des endroits différents ( Ahmadi et al., 2006 ; Dagorn, 2016). Le maïs est généralement allogame, c’est-à-dire que la fécondation est majoritairement croisée (dans 90% des cas) et a lieu entre deux plantes distinctes (Marchand et al., 1997 ; Dagorn, 2016). La fleur mâle est une pannicule, plus ou moins ramifiée où s’insèrent, par paire, des épillets biflores : un sessile et un pédicelle (Demol, 2002). Les fleurs mâles fleurissent avant les fleurs femelles (protandrie) (Hiema, 2005). L’inflorescence femelle est un épi qui émerge de l’aisselle de la gaine foliaire. Elle est protégée par des spathes et est constituée d’une rafle portant des épillets dans lesquels se trouvent une fleur stérile et une fertile contenant un seul ovule (Babou, 2019). De ce dernier, se développe un stylet ou soie, parsemé de poils collants récepteurs du pollen (Marceau, 2010). Le grain est un caryopse comprenant le péricarpe, l’embryon et l’albumen riche en amidon ( Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009). Les grains sont disposés de 8 à 20 rangées verticales le long de la rafle (Hoopen & Maïga, 2012).
Croissance et développement du maïs
La culture du maïs, pour sa croissance et son développement, a besoin de l’azote, du phosphore, potassium, carbone, magnésium et soufre (Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009). En plus de ces 6 éléments, il faut ajouter des quantités plus faibles de l’ordre de quelques centaines de g/ha de manganèse, zinc, bore, cuivre (Ahmadi et al., 2006) .
Cycle de développement du maïs
֎ La phase végétative : elle correspond à la formation des racines, de la tige et des feuilles. Dès que la température du sol atteint 10 °C, la germination a lieu et la température optimale est autour de 20°C (Sokhna, 2018). Puis, les premières feuilles apparaissent à la surface du sol : c’est la levée. C’est à ce stade qu’apparaissent les racines des couches superficielles du sol.
֎ La phase de reproduction : elle débute par la formation des organes reproducteurs. Au stade 6 à 8 feuilles, le pannicule mâle, contenant les étamines (organe de reproduction mâle) et donc le pollen, apparaît (Bodiang et Sy, 2014). Quelques jours plus tard, apparaîtront les fleurs femelles qui donneront les épis. Simultanément au développement des fleurs femelles, on observe l’apparition de soie. Ce stade marque la fin de la floraison et le point de départ de la fécondation et du remplissage des grains, ainsi que la maturation des épis.
֎ Le développement du grain et la maturation : les grains se gorgent d’eau et de produits issus de la photosynthèse qui se trouvaient auparavant dans la racine, la tige et la rafle de la plante. Les grains atteignent la maturité entre fin septembre et novembre selon les variétés. La récolte a lieu lorsque la plante jaunit et se dessèche. La durée du cycle de développement du maïs est de 90 jours mais, elle varie en fonction des variétés et des conditions climatiques (Ahmadi et al., 2006; Babou, 2019).
Exigences agro-écologiques du maïs
Le maïs est une plante exigeante en lumière, en eau et en fertilisants ( Ahmadi et al., 2006 ; Sokhna, 2018). La température est aussi l’un des facteurs les plus importants avec une moyenne de 24°C (Nyabyenda, 2005). En effet, la fécondation est perturbée dès qu’on dépasse 35°C. De même une température inférieure à 15°C peut induire un ralentissement de la croissance, une réduction de la surface foliaire et de l’absorption de minéraux (Deffan et al., 2015). Le maïs préfère un sol profond, bien meuble avec un bon drainage et une structure sablo-limoneuse riche en élément ayant un pH de 6 à 7. Il est moins tolérant à une salinité du sol par rapport à d’autres céréales (Westphal et al., 1985). Il est aussi très sensible au vent et nécessite une pluviométrie supérieure à 700 ou 800mm (Dongmo, 2009).
Importance et utilisation du maïs
Le maïs a une importance économique de premier ordre pour l’alimentation animale et humaine. Il est utilisé pour :
→ L’alimentation humaine : le maïs est consommé soit sec soit frais soit sous forme de farine ou de semoule, soit sous forme d’épis immature, soit en bouillie (Dongmo, 2009). Les germes de maïs donnent de l’huile qui sert pour l’alimentation humaine et pour la fabrication de margarines ( Ahmadi et al., 2006 ; Somda, 2016).
→ L’alimentation animale : le maïs est consommé sous forme de farine, de brisures, en grains ou comme fourrage vert en plante entière (tiges-feuilles-épis) par les animaux (Ahmadi et al., 2006 ; Dongmo, 2009 ; Somda, 2016).
→ La production industrielle : le maïs est utilisé pour la fabrication de la colle pour l’industrie textile, édulcorant, produits de l’industrie pharmaceutiques, et est aussi utilisé dans l’industrie chimique pour la production de biocarburants et de plastiques (Ahmadi et al., 2006 ; Somda, 2016).
→ L’ornementation : comme plante ornementale pour certaines formes de maïs surtout des variétés curieuses par leur épi panaché de différentes couleurs ou de forme particulière comme le maïs-fraise, ou par leur taille, variétés géantes (Dongmo, 2009).
Contraintes liées à la culture du maïs
La culture du maïs est confrontée à des difficultés d’ordre biotique et abiotique.
Les contraintes abiotiques
Ce sont les contraintes pédoclimatiques (le déficit pluviométrique, la pauvreté des sols) et les contraintes socio-économiques (la pauvreté des populations, la faible technicité des producteurs) (Elola, 2012 ; Somda, 2016).
Les contraintes biotiques
Ce sont principalement les insectes ravageurs, les maladies et les mauvaises herbes (Ahmadi et al.,2006 ; Somda, 2016). Les maladies rencontrées sur le maïs sont causées par des bactéries, des champignons et des virus (Elola, 2012 ; Somda, 2016).Ces maladies surviennent à différents niveaux de la plante: les épis, les feuilles, les tiges ou les racines (Ahmadi et al., 2006 ; Elola, 2012 ; Bodiang et Sy, 2014). À cela, s’ajoutent les insectes ravageurs qui sont classés selon la partie de la plante attaquée. De très nombreuses espèces d’insectes consomment les limbes des feuilles des cultures vivrières tropicales : ce sont les insectes défoliateurs. Les ravageurs dont les larves se développent à l’intérieur des tiges en y creusant des galeries sont des foreurs de tiges (Matibet, 1988). Les épis de céréales peuvent être attaqués par de nombreuses espèces qui les consomment : ce sont les ravageurs des épis (Matibet, 1988). Actuellement, le maïs est attaqué par un ravageur invasif qui fait des ravages énormes en Afrique notamment au Sénégal, appelé S. frugiperda.
Spodoptera frugiperda : principal ravageur du maïs
Systématique
L’espèce S. frugiperda appartient au règne Animal à l’embranchement des Arthropodes à la classe des Insectes, à la famille des Noctuidea, à la sous-famille des Noctuinae et au genre Spodoptera (Nye, 1975 ; Marceau, 2010 ; Maiga, 2017).Ce genre comprend une trentaine d’espèces. La chenille légionnaire d’automne est couramment appelée fall armyworm (FAW) en anglais (légionnaire d’automne). Elle tient son nom de la capacité qu’ont les larves phytophages à se regrouper pour attaquer en « masse » des cultures à l’automne, dans l’hémisphère Nord (Dumas, 2013).
Origine et répartition géographique
La CLA est originaire des régions tropicales et subtropicales du continent américain (FAO, 2017a ; Bateman et al., 2018 ; CIRAD, 2018 ; Baudron et al., 2019 ; Babendreier et al., 2020). L’espèce a été détectée pour la première fois en début 2016 en Afrique centrale et occidentale (Bénin, Nigéria, Sao Tomé-et-Principe et Togo), puis dans l’ensemble de l’Afrique australe (exception faite du Lesotho et des États insulaires) et, s’est rapidement propagée dans presque toute l’Afrique subsaharienne (FAO, 2018) Babendreier,2020. Selon la note d’alerte d’août 2017 de la Direction de la Protection des Végétaux, la présence de la chenille a été identifiée pour la première fois au Sénégal sur des cultures de maïs en août 2017, notamment au Sénégal oriental et également dans les régions de Kolda, Kaffrine, Kaolack et Saint-Louis.
Description et cycle de développement
La chenille légionnaire d’automne passe par quatre stades de développement :
♦ Œufs : ils sont sphériques et mesurent environ 0,75 mm de diamètre; ils sont brun ou vert au moment de la ponte et deviennent brun clair avant l’éclosion (Maïga, 2017 ; CIRAD, 2018). La couche d’écailles grisâtres protectrice recouvre la colonie néonate ou masse d’œufs (ITT, 2017). Jusqu’à 2000 œufs peuvent être pondus par femelle (Capinera, 2000). L’éclosion intervient 2 à 10 jours plus tard (CIRAD, 2018).
♦ Chenilles : elles sont de couleur vert clair à brun foncé avec des rayures longitudinales et comptent 6 stades larvaires (CIRAD, 2018 ; Munene, 2018). À l’éclosion, elles sont vertes avec une tête noire, des lignes noires et des taches, au fur et à mesure qu’elles grandissent (Munene, 2018). Les grandes larves sont caractérisées par une forme d’Y inversé en jaune sur la tête et sont cannibales (Jean et Boisclair, 2009 ; Maïga, 2017). Elles possèdent des pinacules dorsales noires avec de longues soies primaires (deux de chaque côté de chaque segment dans la zone dorsale pâle) et quatre taches noires disposées en carré sur le dernier segment abdominal (CABI, 2017 ; ITT, 2017).
♦ Chrysalides : la chenille construit un cocon lâche de forme ovale mesurant 2 à 3 cm à l’intérieur duquel elle se nymphose. Les chrysalides sont plus courtes que les larves matures (1,3-1,5 cm chez les mâles et 1,6-1,7 cm chez les femelles) et sont brunes (Maïga, 2017 ; Munene, 2018).
♦ Adultes : la longueur du corps du mâle est de 1,6 cm et peut atteindre 3,7 cm d’envergure et la femelle mesure 1,7 cm avec une envergure de 3,8 cm (Maïga, 2017). Les mâles ont des ailes antérieures généralement grisées et brunes, avec des taches blanches triangulaires à la pointe et à proximité du centre de l’aile (ITT, 2017). Celles des femelles sont moins distinctement marquées (ITT, 2017). Chez les deux sexes, l’aile postérieure est d’un blanc argenté irisé avec une marge foncée (Prasanna et al., 2018; Shylesha et al., 2018).
Cycle de développement
Après l’accouplement, la femelle peut pondre plus de 1 000 œufs au cours de sa vie (Garba et al., 2017). Les œufs sont pondus la nuit sur les feuilles de la plante-hôte, collés à la face inférieure et recouverts d’une couche protectrice de soies abdominales et d’écailles (Dumas, 2013 ; Maiga, 2017). Dans les conditions optimales, les œufs éclosent 2 à 3 jours après la ponte (Ndayiragije, 2019). Après éclosion, les jeunes larves (jusqu’au stade L4) se nourrissent, de façon grégaire, sur la face inférieure des jeunes feuilles (Munene, 2018). La durée du cycle de vie des six stades larvaires dépend des conditions climatiques et de leur régime alimentaire, mais elle dure environ 15 jours (Dumas, 2013). Le stade larvaire est suivi d’un stade pupe qui se déroule à environ 15 cm dans le sol et qui dure à peu près 12 jours (Capinera, 2000). La durée de vie des adultes est d’environ sept jours, après émergence pour les femelles et, six jours, pour les mâles. Le cycle complet se situe entre 25 et 44 jours et le nombre de génération est de 4 à 6 par an (CIRAD, 2018).
Symptômes et dégâts
Sur le maïs, la chenille attaque toutes les parties aériennes : tiges, feuilles, fleurs et épi (Garba et al., 2017 ; Munene, 2018) (Viana et Prates,2003). L’importance des dommages causés par les larves de S. frugiperda dépend également du stade de développement de la plante (Dumas, 2013). En début d’infestation, les feuilles présentent des taches blanchâtres peu allongées (Babou, 2019) (Annexe 1), des trous minuscules ; ce qui donne un aspect caractéristique de ‘squelette’ ou de ‘fenêtres’, et l’apex peut être tué (Munene, 2018). Un autre signe est la présence, à proximité, d’excréments brun rougeâtre et humides ( Jean et Boisclair, 2009 ; CABI, 2017). Ainsi, les dégâts causés par la chenille sur les jeunes plants sont plus importants que ceux qui sont en stade plus avancé. Des perforations entourées de déjections ont été observées également sur la tige et les épis en formation (Munene, 2018). Les larves, plus âgées, sont nocturnes et peuvent couper la base de la plante (Maïga, 2017 ; Munene, 2018). Chez les plantes plus âgées, les plus grosses larves des verticilles peuvent se nourrir d’épis ou de grains de maïs, ce qui réduit le rendement et la qualité (Sisay et al., 2019). En cas de forte infestation, tous les épis peuvent être attaqués, entrainant ainsi une perte de production très importante (Garba et al., 2017).
Il est très difficile de lutter contre cette chenille. Cependant, une gestion intégrée du nuisible permet de réduire le risque de résistance et de mieux le contrôler grâce aux pratiques culturales, à la lutte chimique, biologique et à la résistance variétale (Maïga, 2017 ; Munene, 2018 ; Ndayiragije, 2019)
►Les pratiques culturales
Pour prévenir la prolifération de la chenille légionnaire, il est important d’utiliser les pratiques culturales suivantes :
Les labours profonds ou superficiels permettant d’exposer les chrysalides à la dessiccation sous l’effet des hautes températures et à l’action des prédateurs ; l’élimination des hôtes alternatifs et des résidus de récolte ; destruction des feuilles, tiges et fruits parasités, voire même la plante entière et la rotation culturale, sont recommandés (Maïga, 2017 ; Munene, 2018). Le sarclage est nécessaire car, beaucoup d’adventices (Agrostis ssp et Digitaria spp.) hébergent S. frugiperda (Prasanna et al., 2018 ; Ndayiragije, 2019). Le système « Push and Pull » peut être également utilisé. Il consiste à intercaler, entre les lignes, les plantes répulsives des chenilles comme Desmodium sp. , et planter aux abords du champ les plantes qui attirent les chenilles hors du champ comme Pennisetum sp. Cette technique entraîne une augmentation de la biodiversité et, donc, des auxiliaires (Hailu et al., 2018 ; Midega et al., 2018).
►La lutte biologique
Un grand nombre d’auxiliaires (parasitoïdes, parasites, prédateurs, entomopathogènes) ont été utilisés pour lutter contre la CLA. L’hyménoptère parasite, jouant le rôle de parasitoïdes larvaires, a été élevé à partir de la chenille (Maiga, 2017 ; Munene, 2018) . Il s’agit notamment des Braconidae (Cotesia marginiventris C. Chelonus insularis C.…), des Ichneumonidae
(Charops sp) et des Platygastridae (Telenomus sp). Des prédateurs comme les punaises du genre Orius et acariens du genre Amblyseius sont des microhyménoptères qui s’attaquent majoritairement à certaines chenilles (œufs ou jeunes larves) des noctuelles (Munene, 2018). À cela, s’ajoute l’utilisation de biopesticides à base de Bacillus thuringiensis (Babendrier,2020), des préparations à base de poudre de graines ou de feuilles de neem (Azadirachta indica), de piment, peuvent éventuellement être utilisées (Munene, 2018 ; Prasanna et al., 2018).
►La lutte génétique
Elle est basée sur l’utilisation des variétés améliorées résistantes aux attaques de S. frugiperda (Munene, 2018). C’est le cas, par exemple, des variétés de maïs MUDISHI 3, ZM 523, 07 SADVE, MUIBAKI 3 disponible à l’INERA/RDC (CABI, 2017) et le maïs Bt chez qui la résistance est déjà notée (Omoto et al., 2016). En outre, une résistance de la CLA au maïs Bt a été signalée dans différentes régions telles que Porto Rico, le Brésil, l’Argentine et le sud-est des États-Unis continentaux (Sisay et al., 2019) Cela suggère la nécessité d’une stratégie de gestion intégrée pour le contrôle durable de ce ravageur envahissant (Sisay et al., 2019).
►La lutte chimique
Face à l’invasion et la propagation rapide, l’utilisation de certaines molécules ont été recommandées pour lutter contre la CLA : le Carbaryl, le Chlorpyrifos, le Malathion, la Perméthrine… (Maïga, 2017).
MATÉRIEL ET MÉTHODES
Présentation de la zone d’étude
L’essai a été effectué durant l’hivernage 2019 dans la Station de Sinthiou Malème, située au Sénégal Oriental. La station se trouve au Nord du Sénégal Oriental, dans la région de Tambacounda, dans la commune de Sinthiou Malème. Le sol de la station est de type ferrugineux tropical (CSE, 2009). La région de Tambacounda demeure encore la plus vaste région du pays avec une superficie de 42 706 km² (ANSD, 2015). Ainsi, les principales caractéristiques développées en font une région carrefour des écosystèmes. Cette situation s’explique par le prolongement des éco- systèmes des quatre pays frontaliers (ANSD, 2015).
La région est caractérisée par un relief généralement plat avec quelques collines dans le département de Bakel (ANSD, 2015). Ainsi, elle a une végétation abondante et variée, compte tenu des conditions écologiques favorables à son développement. Elle renferme une faune riche et variée où on trouve des oiseaux, des mammifères, des insectes, etc. Elle est arrosée par un réseau hydrographique très important constitué par le fleuve Sénégal, la Falémé, le fleuve Gambie ainsi que plusieurs affluents et marigots. Elle figure parmi les régions les plus pluvieuses du pays (ANSD, 2015). Elle est caractérisée par deux grandes périodes de régime thermique, la période de basses températures et la période de hautes températures. La région est soumise aux types de vents que sont les alizés maritimes, les alizés continentaux, l’harmattan et la mousson. Les sols sont peu évolués, ferrugineux tropicaux et hydro morphes (ANSD, 2015).
Matériel
Matériel biologique
Maïs : la variété « Suwan » ou « Goor yomboul » a été utilisée au cours de l’étude. D’origine thaïlandaise (ANCOS, 2016; ISRA, 2012), elle a été homologuée en 2009. Elle a une hauteur de 200cm et est marquée par la présence d’un épi bien recouvert de spathes (ISRA, 2012). Son cycle de maturité est situé entre 90 et 100 JAS et a un rendement potentiel en grains de 3 à 4 t/ha. La tige présente une forme cylindro-conique, les grains sont cornés de couleur jaune orangé. Cette variété est résistante à l’helminthosporiose et à la verse (ISRA, 2012). La variété choisie se cultive pendant la saison pluvieuse dans les régions de Kaolack, Fatick, Sénégal oriental et Casamance (ISRA, 2012).
Matériel expérimental
Deux matières actives ont été utilisées : Azadirachtine 5% EC (50g m.a/l) (produit à tester) et Bacillus thuringiensis sérotype kurstaki souche 2348 2400 ufc/mg (produit de référence).
Azadiracthtine : selon la fiche technique ALM international, l’Azadirachtine appartient à la famille des limonoïdes. C’est un biopesticide à large spectre, elle est extraite des amandes des graines de neem (Azadirachta indica) (Gauvin et al., 2003). Le neem ( Azadirachta indica) est un arbre originaire d’Inde, mais largement diffusé dans toute la zone tropicale, notamment dans les zones sèches subsahariennes comme le Sahel et le Soudan (Guet, 2002 ; Bélanger et Musabyimana, 2005 ; Seye et al., 2006 ; Tamgno et Ngamo Tinkeu, 2013). Selon la fiche technique, sa concentration est de 50 g/l et se présente sous la forme de concentré émulsionnable. La matière active choisie agit par contact et par ingestion, elle a de multiples effets (anti-appétant, régulateur de croissance, répulsif, ovicide, effet systémique, mortel ) (Guet, 2002).
Bacillus thuringiensis (Bt) : c’est une bactérie à Gram positif (Deravel et al., 2014 ; Koch et al., 2015). La concentration utilisée est de 2400 ufc/mg et se présente sous forme de suspension concentrée (SC). La bactérie, en forme de spores, synthétise un cristal protéique qui présente une activité insecticide (Ishaaya et Degheele, 2013). Après l’ingestion de la bactérie, les protéines se lient aux récepteurs spécifiques de l’intestin de l’insecte, oligomérisent et forment des spores dans les membranes cellulaires de l’intestin. Il s’en suit alors des perforations dans la paroi du tube digestif, une paralysie de l’intestin, un arrêt immédiat de l’alimentation, puis la mort (Koch et al., 2015).
Méthodes
Dispositif expérimental
Le dispositif expérimental est un bloc de Fisher randomisé à 4 répétitions. L’essai compte 20 parcelles élémentaires et, chaque parcelle est constituée de 10 lignes dont les 8 lignes centrales sont traitées (Annexe 4). La distance entre les blocs est de 2m et l’écartement entre les lignes est de 0,80m et de 0,20 m entre les plants de mêmes lignes. Chaque parcelle élémentaire occupe une surface de 80m² et les dimensions (longueur et largeur) d’une parcelle sont respectivement 10m et 8m.Chaque bloc ou répétition comporte les traitements suivants : T1, T2, T3, T4 et T5.
T3, T4, T5 : elles sont traitées par le même insecticide Azadirachtine mais à des doses respectives différentes 0,225l/ha ; 0,300l/ha ; 0,450l/ha.
Itinéraire technique
Préparation du sol et semis
Un labour croisé suivi d’un nivellement a été fait pour aérer et ameublir le sol. Le semis a été effectué à l’aide d’un semoir par un semis mécanique à disque 16 trous.
Fertilisation et entretien cultural
Tout juste après le semis, l’engrais de fond NPK (15-15-15) à raison de 200kg/ha a été épandu, ce qui permet d’améliorer le niveau de fertilité du sol. Après le semis, deux applications de l’urée qui représente l’engrais de couverture à raison de 150kg/ha ont été faites 45 à 52 JAS. Ensuite, deux sarclages ont été effectués. Les plants de maïs ont été buttés après le 2ème épandage d’urée afin de l’enfouir, de protéger les plants contre la verse et de garder une certaine humidité aux pieds des plants.
Echantillonnage et identification
Techniques culturales
Six traitements foliaires à sept jours d’intervalle ont été effectués avec le produit pour chacune des doses à tester ainsi que le produit de référence. Les applications d’insecticides ont été faites à l’aide d’un appareil à dos (pulvérisateur), à pression entretenue et rampe horizontale débitant 60-150l de bouillie/ha. Chaque parcelle élémentaire étant constituée de 10 lignes, les 8 centrales sont traitées, en deux lignes par passage. Pour éviter l’exposition des matières actives aux fortes températures, l’application foliaire a été réalisée le soir entre 18h et 19h. Pour préparer la bouillie, cinq litres d’eau ont été versés dans un pulvérisateur de 16l, ensuite la dose d’insecticide adéquate avant de bien mélanger à l’eau qui a été complétée jusqu’au volume désiré. La bouillie ainsi préparée est homogénéisée en l’agitant avant et régulièrement pendant la pulvérisation. Durant les six traitements, deux pulvérisateurs ont été utilisés et nettoyés pendant et après chaque traitement foliaire.
Echantillonnage
Les observations ont été faites durant tout le cycle de développement du maïs et portant sur le nombre de chenille de S. frugiperda et les auxiliaires tels que Coccinelles, Syrphes, Araignées, Fourmis. La méthodologie adoptée consiste à échantillonner 30 plants par parcelle élémentaire pris par groupe de 5 plants, de façon consécutive, sur les 6 lignes centrales, selon la méthode de la diagonale fictive du 14ème au 88ème jour après levée (JAL). Les relevés parasitaires ont été réalisés de manière hebdomadaire à la veille des traitements et à 3 jours après traitement (T-1, T+3) sur l’ensemble des parcelles élémentaires. Les paramètres mesurés sont :
Nombre de chenilles de S. frugiperda présent est enregistré en examinant le plant en entier ;
Nombre de plants attaqués sur l’ensemble des 30 plants échantillonnés ;
Auxiliaires (prédateurs) : nombre d’individus sur le plant en entier ;
Méthodes de traitement et d’analyses de données
Les données issues des différentes observations ont été analysées sous l’environnement R studio. Les graphiques et les tableaux ont été réalisés à l’aide du tableur d’une feuille Excel 2013. Le test de normalité de Shapiro wilk a été effectué. Ce test de normalité a permis de voir que ces variables quantitatives étudiées ne suivent pas la loi normale. Une analyse de corrélation a été faite sur les variations saisonnières de la population de S. frugiperda suivant la pluviosité. Cette analyse permet de savoir s’il y’a une liaison entre l’évolution du nombre de chenilles de S. frugiperda en fonction de la pluviométrie. Les tests de comparaison de Kruskal Wallis ont été effectués avec ce même logiciel, sur le nombre de chenilles S. frugiperda, sur les dégâts causés par S. frugiperda et sur les populations d’auxiliaires, afin de savoir s’il y a des différences significatives ou non entre les moyennes des chenilles en fonction des différents traitements et lorsque la p-value est significative le test de Dunn est utilisé pour déterminer la différence entre les différents groupes.
Les analyses statistiques ont porté sur les paramètres suivants :
• Ravageurs sur plants : Niveaux moyens sur 30 plants sur l’ensemble des relevés.
• Plants attaqués : Niveaux moyens sur 30 plants sur l’ensemble des relevés.
Efficacité biologique : Taux moyen de réduction des populations du ravageur.
Elle a été calculée à partir de la formule suivante : Efficacité biologique = [(Niveau moyen d’infestation sur la parcelle Non traité –Niveau moyen d’infestation sur la parcelle Traitée) *100/ Niveau moyen d’infestation sur la parcelle Non traitée].
Incidence des attaques : Taux de plants présentant des dommages causés par Spodoptera frugiperda. Elle a été déterminée grâce à la formule suivante : I=PA/PT*100 I% = incidence en pourcentage ; PA = nombre de plants attaqués ; PT = nombre total des plants échantillons.
La pluviométrie a été fournie par le poste pluviométrique de la Station Expérimentale de Sinthiou Malème de l’Institut Sénégalais de Recherches Agricole (ISRA).
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Table des matières
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
INTRODUCTION
CHAPITRE I : SYNSTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. Présentation du maïs
I.1.1. Systématique
I.1.2. Origine
I.1.3. Description
I.1.4. Cycle de développement du maïs
I.1.5. Exigences agro-écologiques du maïs
I.1.6. Importance et utilisation du maïs
I.1.7. Contraintes liées à la culture du maïs
I.2. Spodoptera frugiperda : principal ravageur du maïs
I.2.1. Systématique
I.2.2. Origine et répartition géographique
I.2.3. Description et cycle de développement
I.2.4. Symptômes et dégâts
I.2.5. Lutte contre la chenille légionnaire d’automne
CHAPITRE II : MATÉRIEL ET MÉTHODES
II.1. Présentation de la zone d’étude
II.2. Matériel
II.2.1. Matériel biologique
II.2.2. Matériel expérimental
II.3. Méthodes
II.3.1. Dispositif expérimental
II.4.2. Itinéraire technique
II.4.3. Echantillonnage et identification
II.4.4. Méthodes de traitement et d’analyses de données
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III.1. Résultats
III.1.1. Paramètres agro-climatiques du site d’étude
III.1.2. Effet biocide de l’Azadirachtine 5% EC sur les chenilles de S .frugiperda
III.1.3. Effet de l’Azadirachtine 5% EC sur la réduction des dégâts des chenilles sur les plants de maïs
III.1.4. Effet des traitements sur la population d’auxiliaires
III.2. Discussion
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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