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Mécanisme de formation de l’histamine dans les aliments
La formation de l’histamine dans les aliments dépend essentiellement de trois facteurs :
• la teneur en L-histidine libre qui est directement liée à l’espèce animale. Les poissons appartenant aux familles des Scombridés (thon, bonite, maquereau), des Clupéidés (sardine, hareng) ou des Engraulidés (anchois), présentent la plus forte prédisposition à synthétiser de l’histamine après leur mort (DUFLOS ,2009).
• la présence de bactéries capables de synthétiser de l’histidine décarboxylase et les conditions permettant leur croissance. La capacité de production de l’histamine a été décrite dans différents genres, espèces et souches de bactéries, à la fois Gram négatif et Gram positif (LADERO et al., 2010). Toutefois les bactéries Gram négatif sont prédominantes (VISCIANO ,2012). La plupart des Gram négatif, qui contaminent les aliments sont capables de produire de l’histamine. Parmi les plus grandes productrices d’histamine, on retrouve : Hafnia alvei, Morganella morganii, Klebsiella pneumonia et plus récemment Morganella psychrotolerans, Photobacteruim phosphoreum, Photobacterium psychrotolerans, Photobacterium damselae, Photobacterium planticola. Elles ont été identifiées dans du poisson impliqué dans des intoxications à l’histamine (EFSA ,2011 ; MASASHI KANKI et al., 2007). La plupart des bactéries décarboxylase-positives ne sont normalement pas retrouvées dans la flore naturelle des poissons. Leur présence est probablement liée à une contamination au cours des premières manipulations post-captures (DIOP et al., 2010).
• la production d’enzymes actives fonction de la température etdu pH. La production quantitative d’amines biogènes dépend généralement de la température (ZAMAN et al., 2009). Les bactéries productrices d’histamine peuvent se développer et produire l’histamine à différentes températures (OZOGUL, 2004). Après la mort du poisson et dans certaines conditions de stockage, notamment à partir de 2-5°C, les bactéries produisant l’histidine décarboxylase peuvent se multiplier conduisant à la formation d’histamine (Figure 2).
Cette production peut être parfois très rapide à partir de +10°C (DALGAARD, 2007). Par exemple, Morganella morganii (Proteus morganii) est connue pour être un puissant producteur d’histamine dans les produits de mer, à des températures de stockage supérieures à 7-10 ° C (KIM et al., 2002 ; LEHANE et OLLEY, 2000). Le pH est également un facteur clé influençant l’activité de l’histidine décarboxylase dans la formation de l’histamine (Silla Santos, 1996). Les acides aminés décarboxylases bactériennes ont habituellement un pH acide optimal. Ainsi, deux mécanismes liés au pH agissent simultanément : l’un affectant la croissance par l’acidité qui inhibe la croissance des micro-organismes (MAIJALA et al., 1993; MAIJALA, 1994; MASSON et al., 1999; BOVER-CID et al., 2000) et l’autre affecte la production et l’activité de l’enzyme car dans un environnement à pH faible, les bactéries sont plus stimulées pour produire la décarboxylase dans le cadre de leurs mécanismes de défense contre l’acidité (MOLENAAR et al. 1993 ; BOVER-CID et al., 2006 ; FERNANDEZ et al., 2007).
Les conditions d’hygiène à bord et à terre lors des manipulations liées à la préparation et à la transformation du poisson sont très importantes. Elles peuvent éviter la contamination du poisson par des bactéries produisant l’histidine décarboxylase. De même, les conditions de conservation ont également une influence essentielle sur la formation d’histamine car elles conditionnent la multiplication de ces bactéries. La cuisson peut inactiver à la fois l’enzyme et les micro-organismes, mais l’histamine qui s’est formée ne peut pas être éliminée car elle est thermostable (FDA ,2011).
Toxicocinétique de l’histamine
Dans l’organisme humain et animal, l’histamine est synthétisée à partir de l’histidine par décarboxylation et est métabolisée par deux enzymes : la diamine oxydase (DAO) et l’histamine N-méthyltransférase (HMT) (MAINTZ et NOVAK, 2007). Chez les humains, la DAO est exprimée principalement dans le tractus intestinal, ce qui limite l’absorption de l’histamine exogène dans le système circulatoire. Elle peut donc être considérée comme l’enzyme majeure dans le catabolisme de l’histamine. La HMT quant à elle est très sélective pour l’histamine, tandis que les substrats de DAO comprennent d’autres amines biogènes comme la cadavérine et la putrescine (TAYLOR, 1986). Ainsi, l’histamine est métabolisée par deux voies : principalement par méthylation du cycle donnant la N-méthylhistamine suivie d’une désamination oxydative par la monoamine oxydase qui donne comme métabolite l’acide N-imidazole acétique et secondairement par désamination oxydative grâce à la DAO pour donner l’ acide imidazole acétique qui peut être conjugué avec un ribose avant excrétion (Figure 3). Ces métabolites ont peu ou pas d’activité et sont excrétés dans les urines (BRUNTON et al., 2005).
Effets de l’intoxication histaminique chez l’homme
L’intoxication histaminique est un type d’intoxication alimentaire avec des symptômes similaires à ceux qui sont associées aux allergies de fruits de mer. La consommation d’aliments renfermant de fortes quantités d’histamine peut induire des effets toxiques dans l’organisme. Les effets toxiques de l’histamine sont liés à ses actions physiologiques normales, grâce à l’activation de quatre types de récepteurs d’histamine (H1, H2, H3 et H4) sur et/ou dans la membrane cellulaire. Ces récepteurs exprimés sur différents types de cellules et à travers différentes voies de signalisation entrainent des réponses biologiques diverses (FAO/WHO ,2012). La dilatation des vaisseaux sanguins périphériques entraîne une hypotension, des bouffées vasomotrices et des céphalées, tandis que l’augmentation de la perméabilité capillaire provoque l’urticaire, l’hémoconcentration et l’œdème des paupières.
L’effet sur la perméabilité est médié par les deux récepteurs H1 et H2. Les symptômes affectant le système gastro-intestinal sont dus à la contraction des muscles lisses entrainant des crampes abdominales, de la diarrhée, des nausées et vomissements (LEHANE et OLLEY ,2000). L’histamine exerce une action stimulatrice sur le cœur en augmentant sa contractilité et le rythme cardiaque qui peut se traduire par des palpitations. Elle peut causer également soit une contraction ou une relaxation extravasculaire des muscles lisses. La contraction est médiée par les récepteurs H1 alors que la relaxation est associée aux récepteurs H2 (SHAHID et al., 2009).En général, la période d’incubation est courte, elle varie de quelques minutes à quelques heures. Les symptômes disparaissent spontanément en quelques heures (3H en général). Exceptionnellement, ils peuvent durer plusieurs jours dans les cas les plus graves (MALLE, 2006).
Cependant, la toxicité de l’histamine peut être modifiée par certains facteurs liés à l’aliment vecteur, à la susceptibilité individuelle et à l’état du consommateur. Les facteurs liés à l’aliment sont l’inhibition compétitive qu’exercent d’autres amines biogènes telles que la cadavérine et la putrescine sur les enzymes du catabolisme de l’histamine, lors de l’ingestion de plusieurs amines biogènes. L’inhibition de ces enzymes de détoxification potentialise l’absorption et par conséquent ses effets toxiques par une diminution de la dose limite nécessaire pour provoquer des effets toxiques chez l’homme. En plus de la compétition pour les mêmes enzymes, une autre théorie suggère que la potentialisation peut résulter d’une altération de la fonction de barrière physique de l’intestin grêle par la cadavérine et la putrescine (EFSA ,2011). Mais il n’y a aucune estimation des valeurs de cadavérine et putrescine pouvant induire des effets toxiques dus à la potentialisation de la toxicité de l’histamine (AL BULUSHI ,2009 ; EFSA, 2011).
Les facteurs de susceptibilité de certaines personnes sont d’ordre génétique ou dus au dysfonctionnement acquis des enzymes de métabolisation de l’histamine, l’Histamine N-méthyltransférase (HMT) et la Diamine Oxydase (DAO). Ainsi la réduction de la métabolisation peut être due à un polymorphisme génétique, aux maladies gastro -intestinales et à la prise médicamenteuse d’inhibiteurs enzymatiques.
En effet, les personnes traitées par hypertenseurs, isoniazide ou autres traitements interférant dans le métabolisme histaminique par exemple, sont plus à même de développer une intoxication histaminique (EFSA ,2011). La sévérité et l’incidence de cette intoxication varierait aussi en fonction de l’âge. Ainsi, il a été estimé que 1% de la population est intolérante à l’histamine, 80% étant d’âge moyen (ANSES ,2012).
Compte tenu des nombreuses conséquences que peut engendrer une intoxication à l’histamine chez l’homme, des réglementations et normes s’imposent pour mieux contrôler la présence de l’histamine dans les denrées alimentaires.
Règlementation sur l’histamine dans les produits alimentaires
La dose seuil entraînant le débordement des systèmes de détoxication est très difficile à déterminer, car dépendant de multiples facteurs dont la variabilité individuelle. Cependant l’Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA), après analyse de nombreuses études de toxicité concernant l’histamine dans les aliments admet qu’aucun effet nocif n’a été observé chez des volontaires sains exposés à une dose de 25 à 50 mg par personne et par repas. Des doses beaucoup plus faibles peuvent entraîner une intoxication chez des personnes intolérantes à l’histamine. Dans les poissons, il est admis, sur les bases de données épidémiologiques, que des teneurs en histamine inférieures à 50 mg/kg sont sans effet toxique. De 50 à 200 mg/kg, l’aliment présente un risque possible de toxicité. De 200 à 1000 mg/kg, l’aliment présente un risque probable de toxicité. Au-delà de 1000 mg/kg, la consommation de l’aliment est considérée comme présentant un risque certain de toxicité. Une étude danoise rapporte que pour 80% des cas d’intoxication histaminique liés aux poissons, les produits impliqués comportaient des teneurs supérieures à 500 mg/kg (ANSES ,2012). Ainsi sur la base de ces données, différents organismes intergouvernementaux et pays ont établis leur réglementation fixant les limites de concentration d’histamine dans les produits alimentaires.
Au niveau européen
Dans les pays de l’Union Européenne, c’est le règlement CE n°2073/2005, du 15 novembre 2005 relatif aux critères microbiologiques applicables aux denrées alimentaires, qui définit les limites de concentration à ne pas dépasser en ce qui concerne l’histamine.
Pour les produits de la pêche fabriqués à partir d’espèces de poissons associées à une grande quantité d’histidine (en particulier les espèces de poissons des familles Scombridae, Clupeidae, Engraulidae, Coryphaenidae, Pomatomidae, Scomberesocidae) (Règlement CE n°2073/ 2005).
• Plan d’échantillonnage n=9;
• Stade d’application du critère : produit mis sur le marché pendant toute sa durée de conservation ;
• Méthode d’analyse de référence : CLHP
Ainsi pour qu’un lot soit acceptable, sur les neuf échantillons prélevés
indépendamment de chaque lot, il faut que :
-la valeur moyenne (m) observée soit inférieure à 100mg d’histamine/kg ;
-un maximum de deux échantillons sur la base des neuf peuvent avoir des
teneurs comprises 100 et 200mg/kg (c) ;
-aucune valeur observée ne doit dépasser la limite 200mg d’histamine/kg (M).
Avec :
n= nombre d’unités constituant l’échantillon ;
m= critère pour lequel les unités formant l’échantillon seront testées pour la conformité ;
M= limite qu’aucune unité testée ne doit excéder, sous peine du rejet immédiat du lot entier ;
c= nombre maximal de résultats pouvant présenter des valeurs comprises entre m et M, pour le nombre d’échantillons n.
METHODES D’ANALYSE DE L’HISTAMINE
Avant toute détection des amines biogènes, la plupart des méthodes analytiques procède à une extraction. Les procédures d’extractions rapportées consistent en l’utilisation d’acides (acide trichloroacétique, acide chlorhydrique, acide perchlorique, acide thiodipropionique ou les acides méthanesulfoniques), de solvants (éther de pétrole, chloroforme ou méthanol) et une filtration. La complexité des différentes matrices d’aliments est une considération critique dans l’obtention de bons recouvrements pour toutes les amines biogènes (EFSA ,2011).De nombreuses méthodes ont été publiées dans la littérature scientifique et sont utilisées pour le contrôle de l’histamine.
Méthodes de référence
Les méthodes de référence utilisées actuellement sont des méthodes quantitatives.
Parmi celles-ci, on peut citer :
• La Chromatographie Liquide à Haute Performance (CLHP) spécifiée dans la réglementation européenne CE n°2073/2005 ;
• La méthode fluorimétrique AOAC 977.13, méthode de référence aux Etats-Unis et du Codex Alimentarius ;
Ces deux méthodes ont l’avantage d’être très précises, sensibles et reproductibles mais néanmoins elles nécessitent des équipements sophistiqués et donc chers avec un personnel spécifiquement formé.
La Chromatographie Liquide Haute Performance
La CLHP est probablement la technique la plus utilisée pour la détermination des amines biogènes dans les aliments. Comme toute méthode chromatographique, elle vise à séparer les constituants d’un mélange et repose sur la circulation d’un fluide (phase mobile) dans une colonne (phase stationnaire) (IFREMER, 2008). En raison de la structure des molécules, la détection se fait par l’intermédiaire de dérivés fluorescents préparés automatiquement en sortie de colonne de chromatographie. Ainsi, différents réactifs sont utilisés tels que le chlorure de dansyle largement utilisé pour la dérivation pré-colonne et l’orthophtaldéhyde principalement utilisé pour la dérivation post-colonne. Pour la détection, la fluorescence et l’UV sont les plus utilisés (EFSA, 2011). La CLHP présente l’avantage d’être rapide, sensible avec une limite de détection inférieure à100pg/20μl. Elle présente également une reproductibilité de ±5% et un taux de récupération de 94% (GOUYGOU et al., 1987).
La méthode fluorimétrique
Les méthodes fluorométriques, comme la méthode officielle AOAC (AOAC, 1995) ont été largement utilisés pour la détermination de l’histamine dans les aliments (généralement des produits de la pêche) avant la mise au point des procédures chromatographiques. Elle consiste en une extraction de l’histamine avec une solution de méthanol, puis à la dérivation avec du O-phtalaldéhyde (après élimination des interférences avec une colonne échangeuse d’ions). Le dérivé fluorescent ainsi formé peut être déterminé quantitativement en utilisant la fluorimétrie (EFSA ,2011). Cette méthode a une limite de détection d’environ 0,5 mg / kg. Bien que largement utilisées dans certaines parties du monde, ces méthodes nécessitent un équipement spécialisé et devraient, dans la mesure du possible, être substituées aux méthodes chromatographiques qui permettent de quantifier toutes les amines biogènes (EFSA , 2011).
Autres méthodes de séparation
D’autres méthodes chromatographiques comme la Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG) et la Chromatographie sur Couche Mince (CCM) ainsi que l’électrophorèse ont été rapportées pour la détermination de l’histamine dans les aliments (EFSA, 2011).
Méthodes immunologiques
Les tests immunologiques pour l’analyse de l’histamine sont disponibles dans le commerce auprès de divers fabricants. Ces tests sont majoritairement validés pour une application aux produits de mer, avec un minimum d’extraction au préalable. Elles peuvent avoir une sensibilité élevée (généralement avec une limite de détection d’environ 0,5 mg/kg). Ces tests immunologiques ont l’avantage d’être rapides, de fournir des résultats semi-quantitatifs et peuvent analyser simultanément de multiples échantillons (EFSA ,2011).
Analyse par injection de flux (FIA)
Un système d’analyse par injection de flux, pour la détermination de l’histamine en utilisant la détection fluorométrique, a été développé pour fournir un test rapide des échantillons de poisson. La technique analytique est basée sur la manipulation microfluidique des échantillons et des réactifs par lesquels les échantillons sont injectés dans la solution de réactif qui transporte l’échantillon dans un détecteur. Pendant ce transport, les réactions biochimiques souhaitées ont lieu. Pour la quantification de l’analyte cible, une courbe de calibration est utilisée. La technique ne nécessite pas de prétraitement de l’extrait et il faut prendre soin de sélectionner les concentrations de réactif appropriées et s’assurer que le flux moyen du réactif reste spécifique pour l’histamine dérivé. La performance de la méthode est satisfaisante, avec une limite de détection et de quantification de 0,8mg/kg et gamme de linéarité d’environ 340 mg /kg (EFSA ,2011).
Méthode colorimétrique
Un dosage colorimétrique de l’histamine a été récemment décrit sur la base de la formation d’un complexe rouge entre l’histamine et les ions cuivre. Cette méthode fournit une limite de détection d’environ 5 mg / kg et la quantification se fait par mesure de l’absorbance à l’aide d’un spectrophotomètre. La méthode est relativement rapide (45 minutes), peu coûteuse et ne nécessite pas d’équipement de laboratoire spécialisé (EFSA ,2011).
Présentation du cadre d’étude & Méthodologie
Notre étude s’est déroulée à la section chimie du Laboratoire National d’Analyses et de Contrôle(LANAC) situé à la Direction du Commerce Intérieur (DCI) du Sénégal. Le LANAC est un Etablissement Public à caractère Industriel et Commercial (EPIC) qui est placé sous la tutelle technique du Ministère en charge du Commerce et la tutelle financière du ministère en charge de l’Economie et des Finances. Il a été créé par la Loi n° 2014-21 du 07 mai 2014.Le LANAC a pour mission le contrôle de la qualité des produits alimentaires et non alimentaires aux stades de la production, de la commercialisation, de l’importation et de l’exportation. Accrédité depuis le 01 octobre 2015 pour le dosage de la vitamine A dans les huiles et corps gras comestibles, le LANAC est divisé en deux sections à savoir la chimie et la microbiologie.
La section chimie dispose d’équipements de pointe acquis depuis 2006 dans le cadre de la coopération bilatérale et multilatérale avec le Royaume du Maroc, l’Union Européenne et la coopération Belge(APEFE).Il s’agit notamment de : quatre CLHP, cinq CPG, un spectrophotomètre UV-visible, un spectrophotomètre infrarouge et deux Spectrophotomètres d’Absorption Atomique (SAA).
Ces équipements permettent ainsi au laboratoire la réalisation de ses activités analytiques en réduisant sensiblement les délais d’analyse qui étaient jadis très longs.
Type et période de l’étude
Cette étude d’évaluation de type prospectif et longitudinal s’est déroulée durant la période de février à avril 2018 et a porté sur la teneur en histamine retrouvée dans les thons frais et en conserves au Sénégal.
Echantillonnage
Les produits de la pêche ayant fait l’objet de l’analyse de l’histamine sont constitués de thons entiers et de conserves de thon. L’échantillonnage a concerné tous les échantillons acheminés vers le laboratoire durant la période d’étude. Le prélèvement des unités constituant un lot d’échantillons est réalisé généralement par la Direction des Industries de Transformation de la Pêche (DITP) et quelque fois par le client.
Ainsi, 09 échantillons par lot de thon entier constitué à partir de chaque barque (ou cale de bateau) ou de conserve de thon en fonction de la date de production est amené à la section chimie du LANAC pour l’analyse de l’histamine. Pour cette étude :
162 échantillons de conserves de thon correspondant à 18 lots ont été prélevés;
153 échantillons de thons entiers correspondant à 16 lots de (Listao, Albacore, Ravil et Patudo) et 01 lot de Maquereau ont été échantillonnés.
Une fois les poissons réceptionnés au laboratoire, un prélèvement de la chair est effectué pour chaque unité de thon entier au niveau de la queue, en raison de sa très riche vascularisation. Une partie de l’échantillon prélevé est destinée à l’analyse immédiate et l’autre partie est conservée. Pour les conserves de thon, la quantité à analyser est prélevée directement dans la boite de thon dont le contenu a été homogénéisé et débarrassé au préalable de l’huile de cuisson ou de la saumure.
Analyse de l’histamine par CLHP
Après extraction de l’histamine dans l’acide trichloracétique, on procède à la formation de dérivés OPA en milieu fortement basique, suivi d’un passage en milieu acide afin de stabiliser la molécule et enfin l’analyse se fait par CLHP Agilent série 1100 avec le logiciel HPCHEM Rev A.10.02. [1757] en phase inverse, avec détection fluorimétrique (GOUYGOU et al., 1987).
Matériel et réactifs
Le matériel utilisé pour l’analyse des différents échantillons de thons frais et en conserves est composé de :
– Une balance de précision,
-Un mixeur ;
-Des tubes à essai ;
-Des papiers filtres de 0,45 μm de porosité,
-Des pipettes graduées ;
-Un chronomètre ;
-Un vortex ;
Les réactifs suivants utilisés sont préparés dans les conditions appropriés pour les analyses. Il s’agit de :
-Acide trichloracétique (TCA) 10% ;
-Acide chlorhydrique (HCl) 3N ;
-Orthophtaldéhyde (OPA) à 2mg/2ml de méthanol ; -Soude (NaOH) 1N ;
-Dihydrogénophosphate de sodium NaH2PO4 (2,5mmol/l) ; -Dichlorhydrate d’histamine ;
Extraction de l’échantillon
Un échantillon de 25 ±0,1 g de chair de poisson a été prélevé et introduit par la suite dans 50 ml de TCA 10%. Le mélange est homogénéisé pendant environ 1 minute puis filtré.
NB : l’extrait obtenu peut être conservé au réfrigérateur pendant 07 jours à une température de 2 à 6 ˚C jusqu’à l’analyse.
Conditions chromatographiques
Le mélange ainsi préparé est placé dans une boucle d’injection avec un volume d’injection de 20μl qui traverse une colonne de type RP 18(250×4,6 mm) où il est élué. Le temps d’analyse est de 10 mn avec un débit de la phase mobile [NaH2PO4 (600ml)/acétonitrile (400ml)] réglé à 1 ml/mn. L’excitation de l’histamine est réalisée à la longueur d’onde de 350 nm et la mesure de la fluorescence émise à 450 nm. Le temps de rétention est de 4,6 min.
Expression des résultats
Une droite d’étalonnage est tracée à partir de différents points afin de déterminer l’équation de la droite y=ax+b qui sera utilisée dans l’expression du résultat de la teneur en histamine. La teneur en histamine des échantillons est donnée par la formule suivante : (y-b)/a*V*1000 Teneur en histamine (mg/kg) Pe.
y : aire du pic
x : concentration de l’échantillon en mg/ml
V : volume de la dilution en ml
Pe : prise d’essai en g
DISCUSSION
Cette étude qui s’est déroulée au Laboratoire National d’Analyse et de contrôle (LANAC) a porté sur l’analyse de l’histamine dans les conserves de thon et les thons entiers au Sénégal. En effet, les échantillons ont été analysés sur demande de la DITP ou parfois des clients, dans le cadre du contrôle de la qualité et de la sécurité des produits de la pêche avant leur exportation ou encore leur mise sur le marché local.
Après le dosage de l’histamine dans les conserves de thon, il ressort que les 162 échantillons analysés (100%) ont été conformes avec une contamination moyenne de 6,98±1,25 mg/kg, cette valeur se trouve largement en deçà du seuil fixé par le règlement CE n°2073/2005 qui est de 200 mg/kg ; de ce fait tous les échantillons analysés ont été acceptés. Cette valeur moyenne est inférieure à celle trouvé par FALL et al., en 2010 (3,45 mg/100g ou 34,5mg/kg) dans les conserves de thons analysés au Sénégal et à celle trouvée par DIATTA en 2012 (2,02mg/100g ou 20,2mg/kg) lors d’une étude sur les conserves de thons fabriquées par la SE-SNCDS du Sénégal. Ces différentes valeurs restent toujours inférieures à la limite réglementaire. Tout ceci peut s’expliquer par une amélioration continue des techniques de transformation du thon au Sénégal, d’un bon respect des mesures d’hygiène qui encadrent les processus de fabrication de ces conserves et du respect de la chaine de froid.
L’analyse des thons entiers a porté sur 151 échantillons composés essentiellement de 05 espèces à savoir : Listao (35,76%), Maquereau (23,84%), Albacore (17,88%), Ravil (17,88%) et enfin le Patudo qui était minoritaire (4,64%). Cette composition est en accord avec le rapport de la FAO en 2008 sur les espèces pélagiques hauturières et les petits thonidés retrouvées dans la réserve thonière du Sénégal. L’analyse des échantillons de Listao et d’Albacore a montré respectivement des teneurs moyennes en histamine de 13,23 ±1,11 et 15,90± 1,89 mg/kg, valeur respectant la limite réglementaire de 100mg/kg. Aussi, chaque échantillon individuel constituant les lots avait une teneur en dessous de 100 mg/kg, cependant il faut noter que la teneur en histamine la plus élevée de toutes les 05 espèces confondues a été trouvée dans des échantillons d’Albacore (24,10 mg/kg) (Annexes). Ceci ne corrobore par les travaux de TIALLA et al.,en 2012 et DEMBELE en 2014 où les fortes teneurs en histamine étaient retrouvées chez l’espèce Listao en raison de sa riche vascularisation. Nos résultats s’accordent par contre avec les rapports des auteurs qui citeraient plus d’implication de l’espèce Albacore dans les cas d’intoxications histaminiques dans le monde (HALL, 2003).
En effet, une étude sur les bactéries productrices d’histamine dans l’Albacore frais menée par KIM et al., en 2002, a identifié Hafnia alvei, Photobacterium damselae, Acinetobacter lwoffii, Enterobacter cloacae dans l’ouïe ; Hafnia alvei, Enterobacter cloacae, Enterobacter aerogenes et Acinetobacter lwoffii sur la peau et Acinetobacter lwoffii et les autres espèces non identifiées dans l’intestin.
Les échantillons de Maquereau et de Ravil analysés ont révélé des teneurs moyennes en histamine de l’ordre de 11,50 ±1,41 et 3,96±0,93 mg/kg respectivement. Ces valeurs sont bien en deçà de la limite de 100mg/kg avec comme la plus faible teneur en histamine des 05 espèces retrouvées chez le Ravil. Ces deux espèces sont des petits thonidés qui sont sous exploités comme le rapporte la FAO en 2008.
L’espèce Patudo a présenté une teneur moyenne en histamine de 17,24 ±2,22 mg/kg avec des teneurs minimales et maximales comprises entre 14 et 20 mg/kg respectivement. Cette teneur est supérieure à celle trouvé par DEMBELE en 2014 (0,508 mg/100g soit 5,08 mg/kg). Cette différence peut être liée notamment à la saison, au lieu de pêche, aux conditions de conservation dans les cales de bateaux et aux petites erreurs de la part des pêcheurs lors de l’éviscération du poisson. Cela est corroboré par DIOP en 2010 qui affirmait que les premières manipulations post-captures pouvaient être sources de contamination bactérienne. Il faut noter que la flore commensale des thons renferme des bactéries dites « histaminogènes» telles que Klebsiella pneumoniae, Proteus morganii, Serratia marcescens, et Enterobacter intermedium (EMBORG ET DALGAARD, 2006). Ainsi, lorsque les premières opérations après la capture des thons ne sont pas faites dans les normes, il y a contamination et production d’histamine par les bactéries histaminogènes en fonction de la température dans les cales des bateaux (TIALLA ,2012). Pour minimiser le risque, il est recommandé que la température interne des poissons soit maintenue en deçà de 4°C, le plus tôt possible après la capture, afin d’inhiber l’activité des bactéries possédant l’enzyme HDC et d’éviter la contamination du thon par l’histamine (FDA ,2011).
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Table des matières
INTRODUCTION
I. Généralités sur l’histamine
I.1.Définition et aliments riches en histamine
I.2.Mécanisme de formation de l’histamine dans les aliments
I.3. Toxicocinétique de l’histamine
I.4. Effets de l’intoxication histaminique chez l’homme
I.5. Règlementation sur l’histamine dans les produits alimentaires
I.5.1. Au niveau européen
I.5.2. Au niveau international
II.METHODES D’ANALYSE DE L’HISTAMINE
II.1. Méthodes de référence
II.1.1. La Chromatographie Liquide Haute Performance
II.1.2. La méthode fluorimétrique
II.2.Autres méthodes de séparation
II.3. Méthodes immunologiques
II.3.1. Analyse par injection de flux (FIA)
II.3.2. Méthode colorimétrique
I. Présentation du cadre d’étude & Méthodologie
I.1. Type et période de l’étude
I.2. Echantillonnage
I.3-Analyse de l’histamine par CLHP
I.3.1- Matériel et réactifs
I.3.2- Extraction de l’échantillon
I.3.3- Préparation de la gamme d’étalonnage
I.3.4- Dérivation
I.3.5- Conditions chromatographiques
I.4.6-Analyse statistique des données
II.RESULTATS
2.1. Teneurs moyennes en histamine dans les conserves de thon
2.2. Teneurs en histamine en fonction des différentes espèces de poissons entiers
2.2.1. Caractéristiques de l’échantillon
2.2.2. Teneurs en histamine dans les poissons Listao
2.2.3. Teneurs en histamine dans les poissons Albacore
2.2.4. Teneurs en histamine dans les poissons Maquereau
2.2.5. Teneurs en histamine dans les poissons Ravil
2.2.6. Teneurs en histamine dans les poissons Patudo
III.DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
WEBOGRAPHIE
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