Soutenance mémoire
Systèmes de traitement biologique
Facteurs qui affectent la nitrification biologique
Le processus de nitrification biologique est affecté par plusieurs facteurs environnementaux. La température de l’eau, le pH, la toxicité, la présence des métaux et l’ion ammonium sont les facteurs le plus importants à tenir en compte, car ceux-ci peuvent rendre le processus inefficace.
Selon Tchobanoglous et al. (2003), la température influence les activités métaboliques des microorganismes, le taux de transfert des gaz et les caractéristiques de décantation des certains solides biologiques. Le processus de nitrification peut avoir lieu dans un intervalle de température qui varie de 5 à 45 °C. Selon Wijffels et al. (1995), la croissance des microorganismes nitrifiants devient plus lente à faibles températures, ce qui diminue l’efficacité du processus de nitrification. La période minimale de régénération pour les bactéries nitrifiantes à 30°C équivaut à 15 heures, tandis qu’à 5°C cette période peut atteindre des valeurs de 200 heures (Kors et al., 1998). Selon Buswell et al. (1954), une faible croissance des bactéries nitrifiantes (ou encore une croissance nulle) est constatée lorsque la température de l’eau est inférieure à 4°C. Les travaux de McCartney et Oleszkiewicz (1990) ont montré que le processus de nitrification s’arrête complètement à des températures audessous de 6 °C. Quant à Oleszkiewicz et al. (1988) et le US Environmental Protection Agency (Nutrient control design manuel, 2010), le taux de nitrification peut atteindre des valeurs significatives à un température de 5 °C lorsque le temps de rétention de solides augmente. Selon Delatolla et al. (2009), lorsque les bactéries nitrifiantes passent d’une température de 20 à 4°C, celles-ci rentrent dans une période d’acclimatation, ce qui va réduire d’une manière significative le processus de nitrification. Les auteurs remarquent que le processus de nitrification n’arrête jamais et que la concentration de biofilm fixé aux médias reste constante tout au long de son expérimentation.
Le processus de nitrification est aussi sensible aux variations du pH. Le taux d’efficacité décline significativement à des valeurs de pH au-dessous de 6,8. Le taux de nitrification optimal a lieu dans un intervalle de pH qui varie entre 7,5 et 8,0 (Tchobanoglous et al., 2003). Selon Gerardi (2002), les bactéries nitrifiantes (nitrosomonas et les nitrobacters) appartiennent à un groupe de bactéries connues comme alcalinophiles. Ce groupe est capable de croître aux valeurs de pH qui varient entre 7,0 et 11,5. Cependant, l’intervalle optimal pour le processus de nitrification varie entre 8,1 à 8,5 dans des conditions du laboratoire.
Selon Tchobanoglous et al. (2003), les organismes nitrifiants sont sensibles à un grand intervalle de concentration de composés organiques et inorganiques. Dans plusieurs cas, le processus de nitrification peut même s’arrêter. Cependant, les bactéries continuent à croître et à oxyder l’ammonium et les nitrites, mais à un faible taux. Selon les travaux de Blum et Speece (1991), les organismes nitrifiants sont des bons indicateurs pour la présence des composés organiques toxiques à faibles concentrations. Les composés qui sont toxiques pour les organismes nitrifiants incluent les solvants chimiques organiques, les amines, certains protéines, les tannins, les composés phénoliques, les alcools, les cyanates, les éthers, les carbamates et le benzène (Hockenbury et Grady, (1977); Sharma et Alhert, (1977)). L’acide nitreux est aussi considéré comme agent inhibiteur des organismes nitrifiants (Environnement Canada, 2003).
Les métaux sont aussi considérés comme des agents inhibiteurs. Selon les travaux de Skinner et Walker (1961), une inhibition complète du processus de nitrification a lieu à des concentrations de 0,25 mg/L de nickel, de 0,25 mg/L de chrome et de 0,10 mg/L de cuivre. Selon Gerardi (2002), lorsque les métaux toxiques comme le cuivre (0,35 mg/L), le cyanure (0,50 mg/L), le mercure (0,25 mg/L), le nickel (0,25 mg/L), l’argent (0,25 mg/L), le zinc (0,30 mg/L) et le chrome (0,25 mg/L hexavalent et 0,05 trivalent) sont dans leur forme soluble (des ions libres ou formant des oxydes), ceux-ci peuvent être assimilés par les bactéries et les effets toxiques se produisent.
La nitrification et aussi inhibée par l’ion ammonium non ionisé (NH3) et par l’acide nitreux non ionisé (HNO2). Les effets de l’inhibition dépendent de la concentration totale de chacun des composés ainsi que de la température et du pH. La faible concentration d’oxygène dissous dans l’eau peut inhiber le processus de nitrification. La nitrification ne peut se produire qu’en présence d’ammonium et d’oxygène dissous. Par ailleurs, il est conseillé de conserver en tout temps une concentration d’oxygène dissous supérieure à 3 mg-O2/L pour obtenir une nitrification efficace (Gerardi, 2006).
Coexistence des organismes hétérotrophes et nitrifiants
Les travaux de Davey et O’Toole (2000) décrivent le biofilm comme un système biologique avec un grand niveau d’organisation, où les bactéries forment des communautés structurées, coordonnées et fonctionnelles. Dans les systèmes biologiques, la coexistence des bactéries hétérotrophes (qui dégradent le carbone organique) et nitrifiantes amène une réduction de la matière organique polluante ainsi que l’abattement de composés tels que le NH4+, les nitrites (NO2-) et les nitrates (NO3-). Néanmoins, la présence simultanée de bactéries, naturellement présentes dans l’environnement, crée une compétition pour l’oxygène dissous ce qui résulte en un faible taux de croissance des bactéries nitrifiantes (Environnement Canada, 2003).
Selon Tchobanoglous et al. (2003), une grande partie de la DBO5 doit être enlevée au préalable pour que les organismes nitrifiants puissent s’établir à la surface de support (média) dans les systèmes à cultures fixées. Les bactéries hétérotrophes possèdent un taux de croissance plus élevé, ce qui favorise la domination sur la surface de support. En effet, les bactéries hétérotrophes peuvent être considérées aussi comme un agent inhibiteur du processus de nitrification. Les travaux de Zhu et Chen (2001) et de Ling et Chen (2005) montrent que le processus de nitrification devient efficace lorsque la charge de matière organique est faible. Un ratio DCO/N inférieur à 1,5 (équivalant aussi à un ratio C/N = 0,5) doit être recherché.
Selon les travaux de Harremoes (1982), la présence d’un grand contenu en carbone organique dans les eaux usées fournit un milieu favorable à la croissance des organismes hétérotrophes. Les taux de croissance élevé et la production de biomasse des organismes hétérotrophes peuvent facilement faire en sorte de laisser hors compétition les organismes nitrifiants. Par ailleurs, Okabe et al. (1999) précisent que lorsque les bactéries hétérotrophes sont incubées dans un milieu en absence de carbone organique, les bactéries nitrifiantes autotrophes réagissent en produisant des substances microbiennes solubles (SMP) qui seront utilisées comme des substrats organiques par les bactéries hétérotrophes. En effet, ce phénomène va maintenir l’équilibre et la coexistence à l’intérieur du biofilm. Des études menées par Lee et al. (2004), montrent que la croissance rapide des organismes hétérotrophes aurait lieu sur la couche extérieure du biofilm tandis que la faible croissance des organismes nitrifiants aurait lieu près de surface d’adhésion sur le support. Cette disposition au niveau des couches crée ainsi une résistance au transfert de masse du NH4+ par phénomène de diffusion, soit de l’extérieure (eau usée) vers l’intérieur de la couche du biofilm nitrifiant. En plus, la couche externe du biofilm constituée surtout par des bactéries hétérotrophes rivaliserait plus favorablement pour l’oxygène que les autres organismes qui se trouvent plus profondément au sein du biofilm. En tenant compte du fait qu’au Québec les conditions climatiques sont parfois exceptionnelles (froids hivernaux), il existe une possibilité pour que le processus de nitrification soit aussi inhibé par une production excessive des polysaccarides par les bactéries hétérotrophes. En effet, les travaux de Lee et al. (2004), montrent qu’une augmentation de la production d’acétate (sel ou ester de l’acide acétique, résultat de la fermentation de polysaccarides) stimulerait la formation du biofilm hétérotrophe sur le biofilm nitrifiant déjà existant. L’effet des polysaccarides serait donc indirect.
Les travaux de Martin-Cereceda et al. (2001) soulignent que la production de polysaccharides a lieu lorsque le biofilm est soumis à un stress de type environnemental. La radiation ultraviolette, les changements du pH, le choc osmotique et la dessiccation sont considérés comme des types de stress environnementaux. Néanmoins, personne n’a établi si le froid peut être considéré aussi comme un type de stress environnemental qui puisse affecter d’une certaine manière le biofilm.
Technologie du réacteur à biofilm à lit en mouvement (RBLM)
De manière simplifiée, le RBLM consiste en un système de traitement des eaux usées reposant sur la fixation d’une culture bactérienne (biofilm) sur des médias circulaires fabriqués en polyéthylène non recyclé. Comme la masse volumique de ce matériel est près de celle de l’eau, les médias ont la capacité de se déplacer dans toute la masse liquide. De plus, leur fonctionnement induit par l’injection d’air produit un mouvement circulaire. Ainsi, ces deux processus permettent à l’ensemble du biofilm fixé d’avoir un contact avec les substances à dégrader. Selon Tchobanoglous et al. (2003), ce type de traitement est caractérisé parmi les processus les plus économiquement rentables en épuration des eaux usées, surtout pour le processus de nitrification. Le réacteur à biofilm avec lit en mouvement (Figure 1.1) d’AnoxKaldnes est un système qui combine les avantages des procédés de boues activées et des procédés à biofilm conventionnels sans en avoir les inconvénients (décantation et recirculation de boues) (Rusten et al., 1995; Dalentoft et Thulin, 1997).
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE 1 REVUE DE LA DOCUMENTATION SCIENTIFIQUE
1.1 Problématique des rejets dans le milieu naturel
1.1.1 Demande biochimique d’oxygène (DBO5)
1.1.2 Azote ammoniacal (NH4+, NH3)
1.2 Systèmes de traitement biologique
1.2.1 Dégradation de la matière organique
1.2.2 Composition cellulaire du biofilm
1.2.3 Carbone, énergie et nutriments pour la croissance des microorganismes
1.2.4 Nitrification biologique
1.2.5 Facteurs qui affectent la nitrification biologique
1.2.6 Coexistence des organismes hétérotrophes et nitrifiants
1.2.7 Technologie du réacteur à biofilm à lit en mouvement (RBLM)
1.3 Objectifs
1.4 Justification des travaux
CHAPITRE 2 MATÉRIEL ET MÉTHODES
2.1 Description générale de la station
2.2 Réacteur à biofilm à lit en mouvement
2.2.1 Caractéristiques du média
2.3 Suivi analytique des eaux et du biofilm
2.3.1 Suivi de la qualité de l’eau
2.3.2 Suivi du biofilm fixé au média de support
2.3.2.1 Dispositif de mise en culture in-situ
2.3.2.2 Échantillonnage
2.3.2.3 Analyses et fréquence
2.3.2.4 Méthode d’extraction du biofilm par agitation-abrasion
2.4 Limite de la recherche
CHAPITRE 3 RÉSULTATS DU SUIVI DU BIOFILM
3.1 Introduction
3.2 Matières volatiles en suspension (MVES, mg/Média K1); année complète
3.2.1 Matières volatiles en suspension (MVES mg/M); saison d’hiver
3.2.2 Matières volatiles en suspension (MVES mg/M); saison du printemps
3.2.3 Matières volatiles en suspension (MVES mg/M); saison d’été
3.2.4 Matières volatiles en suspension (MVES mg/M); saison d’automne
3.3 Croissance du biofilm en milieu liquide
3.3.1 Évolution générale de croissance du biofilm
3.3.2 Taux de croissance du biofilm en milieu liquide
3.4 Ratios du NTK/MVES, P/MVES et COT/MVES du biofilm
3.4.1 Comportement général du biofilm témoin
3.4.2 Composition du biofilm incubé : spécificités de croissance saisonnières
3.4.2.1 Saison d’hiver
3.4.2.2 Saison du printemps
3.4.2.3 Saison d’été
3.4.2.4 Saison d’automne
3.5 Relation entre le biofilm et la concentration de la DBO5 de l’étang 1 (EE1)
3.5.1 Saison d’hiver
3.5.2 Saison du printemps
3.5.3 Saison d’été
3.5.4 Saison d’automne
3.5.5 Relation les MVES, la DBO5 et la température
3.5.6 Relation les MVES, le taux d’abattement du NH4+ et la DBO5
3.6 Relation du biofilm et les taux d’abattement pour le NH4+ et la DBO5
3.6.1 Saison d’hiver
3.6.2 Saison du printemps
3.6.3 Saison d’été
3.6.4 Saison d’automne
CHAPITRE 4 DISCUSSION
CONCLUSION
ANNEXE I MÉTHODE D’EXTRACTION DU BIOFILM
ANNEXE II MES, NTK, COT, ET P (ANNÉE COMPLÈTE)
ANNEXE III MES, NTK, COT ET P (SAISON D’HIVER)
ANNEXE IV MES, NTK, COT ET P (SAISON DU PRINTEMPS)
ANNEXE V MES, NTK, COT ET P (SAISON D’ÉTÉ)
ANNEXE VI MES, NTK, COT ET P (SAISON D’AUTOMNE)
ANNEXE VII RATIOS COT/MVES ET MVES/MES, SAISON D’HIVER
ANNEXE VIII RATIOS MVES/MES, SAISON D’ÉTÉ
ANNEXE IX PARAMÈTRES ANALYSÉS AU SEIN DU RÉACTEUR
ANNEXE X MVES mg/M OBTENUES, SAISON D’AUTOMNE
LISTE DES RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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