Soutenance mémoire
Aperçu général sur les populations algales
Les algues sont des organismes chlorophylliens et diffèrent des autres cryptogames par une organisation spécifique de l’appareil végétal. leur appareil végétatif est appelé thalle, c’est-à-dire, qui n’a ni tige, ni racine ni feuilles, ni vaisseaux conducteurs. Selon Bourrelly (1990), les algues peuvent être divisées en six grands embranchements en se basant sur des critères de la coloration et de la réserve cellulaire. Mais l’évolution du matériel d’observations relatif à ces organismes microscopiques, tel le microscope électronique à balayage, permet de découvrir de nouvelles grandes lignées d’algues en se basant sur des éléments spécifiques permettant de mettre en commun ou d’isoler ces grandes lignées (Reviers, 2002). Il s’agit essentiellement des pigments, des glucanes de réserve, du nombre de membranes plastidiales, de la disposition des thylacoïdes, la forme des crêtes mitochondriales, l’appareil flagellaire, l’appareil photo récepteur et les grands types de structure péricellulaire. La systématique algale est en pleine évolution (Zongo, 2011) avec les méthodes d’analyse chimiques et génétiques, l’utilisation des microsondes et du microscope électronique à balayage et surtout l’appui de la biologie moléculaire à la systématique et à la phylogénie (Enora, 2008). Selon Greuter et al., (2000) et Lapage et al., (1992), jusqu’à nos jours, certains embranchements continuent à se définir et la complexité de leur organisation fait appel à une classification dépendant à la fois du Code International de Nomenclature Botanique (ICBN) et du Code International de Nomenclature des Bactéries (ICNB). On assiste à des nouvelles modifications taxinomiques dans la littérature. Parmi les multiples embranchements proposés dans la littérature, ceux de Bourrelly (1990) sont les plus utilisés par les auteurs. L’auteur divise les algues en six catégories qui sont : les Cyanophyta, les Rhodophyta, les Chromophyta ou Heterokontophyta (selon certains auteurs), les Euglenophyta, les Pyrrophyta et les Chlorophyta. Selon Zongo (2011), sur une population de 291 micro-algues inventoriées dans quelques réservoirs d’eau au Burkina Faso, les proportions des différents embranchements se présentent de la façon suivante: 57,04% de Chlorophyta, 23,38% d’Euglenophyta, 12,03% de Cyanophyta, 6, 53% de Heterokontophyta (Chromophyta), 1,03% de Dinophyta (Pyrrophyta). Aucun Rhodophyta n’a été rencontré. Il note par ailleurs qu’un taxon de cet embranchement a été rencontré en Côte d’Ivoire, par Ouattara et al., (2000), lors d’un inventaire, et représentait 0,34% sur une population de 296 taxa.
Les Rhodophyta ou algues rouges
Ce sont le plus souvent des algues marines et leur présence dans l’eau douce se limite à une trentaine de genres (Iltis, 1980). Les pigments sont constitués de chlorophylle a et d, de α et β carotènes, des xanthophyles et des biliprotéines (phycoérythrines et phycocyanines). Les réserves sont constituées de rhodamylon ou amidon floridéen, extraplastidial prenant une teinte rougeâtre au contact de l’iode (ibid). En eau douce, la couleur des Rhodophyta est bleu–vert, rouge-violacé, vert sale ou vert noirâtre. Il n’existe pas de forme flagellée dans cet embranchement. Aucune production de toxine n’a encore été détectée dans ce groupe. Selon Bourrelly (1970), ce groupe se différencie des autres par les éléments suivants :
des pigments rouges et bleus masquant les chlorophylles ;
de l’amidon floridéen extraplastidial ;
des gamètes mâles sans fouet ;
un œuf se développant en organisme parasite greffé sur la plante mère de l’oosphère
et deux types de spore sans flagelle, asexués haploïdes ou tétraspores, sexués diploïdes ou carpospores.
Les Pyrrhophyta ou Dynophyta
Les Dinophyta ou Pyrrophyta encore appelés Dinoflagellés ou péridiniens sont des protistes. Ils ont des plastes bruns, plus rarement rouges ou bleu-vert, contenant des chlorophylles a et c, du β carotène et parfois des biliprotéines. Ils sont en majorité marins mais quelques-unes seulement sont dulçaquicoles. Ils sont très diversifiés par leur comportement alimentaire. 50% des dinoflagellés sont hétérotrophes, mais on rencontre aussi des mixotrophes et des photosynthétiques. Ils présentent un important nombre de formes unicellulaires biflagellées. Ils disposent de réserves, constituées d’amidon extraplastidial. Selon Iltis (1980), les pyrrophyta comprennent deux classes :
Les Cryptophycées : elles sont toutes unicellulaires à fouets légèrement inégaux dirigés dans le Même sens dans une insertion latérale sortant d’un cytopharynx
et les Dinophycées ou Péridiniens ou encore appelées Dinoflagellés : les fouets sont dirigés perpendiculairement l’un par rapport à l’autre. On distingue un fouet longitudinal et un fouet transversal. Parmi les Dinoflagellés, on rencontre dans les régions de France ou du Japon ou partout dans le monde aquatique, des espèces produisant des toxines dangereuses pour la santé humaine. Selon Charbonnier (2006), parmi ce groupe de Dinoflagellés, on a pu isoler quatre types de toxines ayant des effets diarrhéiques, paralysants, neurologiques et amnésiantes.
Les toxines neurologiques (brevetoxines)
Le Neurologic Shellfish Poisoning (NSP) ou Intoxication Neurologique par les fruits de Mer (IFM) La toxine appelée brevetoxine est synthétisée par un dinoflagellé du nom de Gymnodinium breve. Elle est responsable des troubles gastro- intestinaux et neurologiques, accompagnés de paresthésies (trouble de la sensibilité tactile). La contamination à l’homme se fait par la chaîne alimentaire et l’inhalation des microalgues à travers le vent. Ce dernier type de contamination se distingue par des irritations des voies respiratoires. Aucun décès chez l’homme n’a pas encore été signalé, mais des cas de mortalités de poissons et de problèmes respiratoires chez les hommes, sont répertoriés à travers le monde (Charbonnier, 2006). Au point de vue structure, les brevetoxines sont de la famille des toxines polyéthers et sont constituées d’une longue chaîne carbonée. Les brevetoxines sont liposolubles.
Les neurotoxines: toxicité et structure
Les neurotoxines sont des alcaloïdes qui agissent sur le système nerveux. Elles sont des molécules labiles qui se décomposent en composés non toxiques dans les conditions naturelles (Duy et al., 2000). On distingue trois grandes familles: la famille des Anatoxines (ATX) qui sont composées d’Anatoxine-a et d’Anatoxine–a(s), la famille de la saxitoxine (STX) qui comprend la Néosaxitoxine et la famille de β-N-méthylamino-L-alanine (BMAA). Selon Melanie (2012), ces trois familles de toxines agissent sur la jonction neuromusculaire mais chacune d’elle possède une toxicité, un mécanisme d’action et une structure différente. La complexité des neurotoxines réside dans le fait que plusieurs genres appartenant à différents embranchements fabriquent les mêmes toxines dont la toxicité et le mode de transmission diffère. Selon Chevalier et al. (2001), la saxitoxine (STX) et la Néosaxitoxine sont aussi synthétisées par d’autres groupes d’algues tels les dinoflagellés responsables d’intoxication alimentaire à travers les fruits de mer et les produits dulçacicoles. Au niveau des Cyanophyta, ces mêmes toxines sont produites par Aphanizomenon flos-aquae (Chorus et Bartram, 1999) et contaminent à partir de l’eau de boisson, l’ingestion accidentelle des eaux récréatives et la chaîne alimentaire contaminées. Autant dire que les fruits de mer et les produits dulçaquicoles constituent un risque potentiel permanent d’intoxication pour les consommateurs et les manipulateurs de ces produits.
L’anatoxine-a : L’anatoxine-a est une amine secondaire de la famille des alcaloïdes pesant 165 DA (Mélanie, 2012). Elle est soluble dans l’eau et constitue une puissante toxine de déploration postsynaptique qui agit en mimant l’effet de l’acétylcholine (Sivonen et Jones, 1999). Elle bloque la communication entre les neurones et les cellules musculaires donc le messager est l’acétylcholine. Il s’ensuit une paralysie musculaire empêchant tout mouvement au sujet. Selon Devlin et al. (1977), la toxicité en 24 h de l’anatoxine-a en DL50 ip a été prouvée chez les souris à 250 µg/kg pc.
L’anatoxine-a(s) : Cette toxine inhibe de façon irréversible l’acétylcholinestérase. Elle soumet au sujet une salivation continue. Elle est plus toxique que l’anatoxine-a. Selon Carmichael, (2001), sa DL50 ip en 24h chez des souris est 20 μg/kg p.c. L’anatoxine –a(s) est un ester phosphate d’une N-hydroxyguanine de 252 Da.
La saxitoxine et la néosaxitoxine : L’action de ces deux toxines est identique. Elle consiste à bloquer les canaux de sodium des neurones, empêchant ainsi la transmission de l’influx nerveux (Kao, 1993). Elle empêche également la propagation de l’influx des cellules cardiaques en bloquant les canaux de calcium et de potassium de ces cellules (Su et al., 2004). La DL50 en ip en 24h, de ces toxines est de 10 à 30 µg /kg p.c. (Chorus et al., 2000). Cette sous famille comporte 27 variantes moléculaires de 24 à 491 Da. Les sousproduits de ces toxines deviennent souvent toxiques (Sivonen et Jones, 1999).
La β-N-méthylamino-L-alanine (BMAA) : La β-N-méthylamino-L-alanine est une neurotoxine de masse moléculaire de 118,13 Da. C’est un acide aminé qui existe sous la forme libre ou liée à une protéine. Quelle que soit la forme qu’elle prend, elle provoque l’excitation des neurones causant des dommages souvent irréversibles. Antagoniste du glutamate, la BMAA peut causer la mort des neurones moteurs à des faibles concentrations entre 10-et 30 µM/L (Lobner et al., 2007).
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE ET APERÇU GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES
CHAPITRE I : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE
1.1. MILIEU D’ETUDE
1.1.1. Situation géographique du lac de barrage de Ziga
1.1.2. Le climat
1.1.3. Le sol
1.1.4. Le réseau hydrographique
1.1.5. La végétation
1.1.5.1. Les plantes ligneuses et herbeuses terrestres
1.1.5.2. Les plantes aquatiques
1.1.6. Activités socio-économiques
1.1.6.1. L’agriculture
1.1.6.2. L’élevage
1.1.6.3. La pêche et les autres activités secondaires
CHAPITRE II. APERÇU GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES
2.1. LES CICHLIDAE
2.1.1. Biologie de Oreochromis niloticus Linnaeus, 1758
2.1.1.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques
2.1.1.2. Habitat et mode de vie
2.1.1.3. Le régime alimentaire
2.1.1.4. La reproduction
2.1.2. Biologie de Sarotherodon galilaeus, Linnaeus 1758
2.1.2.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques
2.1.2.2. Habitat et mode de vie
2.1.2.3. Le régime alimentaire
2.1.2.4. La reproduction
2.2. APERÇU GENERAL SUR LES ALGUES ET LEURS IMPACTS SUR LA SANTE HUMAINE, ANIMALE ET LES ECOSYSTEMES AQUATIQUES
2.2.1. Aperçu général sur les populations algales
2.2.1.1. Les Chlorophyta ou algues vertes
2.2.1.2. Les Euglenophyta
2.2.1.3. Les Rhodophyta ou algues rouges
2.2.1.4. Les Chromophyta /Chrysophyta/ Heterokontophyta
2.2.1.5. Les Pyrrhophyta ou Dynophyta
2.2.1.5.1. Les toxines diarrhéiques
2.2.1.5.2. Les toxines paralysantes
2.2.1.5.3. Les toxines neurologiques (brevetoxines)
2.2.1.5.4. Les toxines amnésiantes (acide domoïque et dérivés)
2.2.1.6. Les Cyanophyta ou Schizophyta
2.2.1.6.1. Les dermatotoxines
2.2.1.6.2. Les neurotoxines: toxicité et structure
2.2.1.6.3. Les hépatotoxines
2.2.2. Les facteurs influençant la toxinogénèse des algues
2.2.2.1. Les facteurs physico-chimiques et biologiques
2.2.2.1.1. Les facteurs physico chimiques
2.2.2.1.2. Les facteurs biologiques
2.2.3. La toxicocinétique des cyanotoxines
2.2.4. Conséquences des traitements des algues aux algicides
2.2.5. Intoxication de phycotoxines et des Cyanotoxines dans le monde selon la littérature épidémiologique
DEUXIEME PARTIE : ANALYSES QUALITATIVE ET QUANTITATIVE DES ALGUES DES CHAMBRES DU RESEAU D’ADDUCTION D’EAU BRUTE ET IDENTIFICATION DES BARRIERES NATURELLES POUR L’AMELIORATION DE LA QUALITE DE L’EAU POTABLE
INTRODUCTION
3.1. MATERIEL ET METHODES
3.1.1. Caractérisation et rôle des points d’échantillonnage biologique
3.2. RESULTATS
3.2.1. Résultats des analyses des chambres fixes : P2, P3, P5 et P6
3.2.1.1. La chambre P2 (Prise de refoulement d’eau N°1).
3.2.1.2. La chambre P3 (Prise de refoulement d’eau N°2)
3.2.1.3. La chambre P5 ou chambre de contrôle de la qualité d’eau brute
3.2.1.4. La chambre P6 ou cascades d’aération d’eau brute
3.2.2. Résultats des analyses des points libres du continuum (P1 et P4)
3.2.2.1. Analyse de la chambre P1 ou point du sédiment
3.2.2.2. La chambre P4
3.2.3. Diversification et concentration des cellules algales par chambre du continuum
3.2.4. Situation de la qualité de l’eau par chambre du continuum du lac du barrage de Ziga
3.2.5. Résultats en analyse des composantes principales (ACP) de l’effet des algues par chambre du continuum et de leurs relations intraspécifiques et interspécifiques
3.3. DISCUSSION
CONCLUSION
TROISIEME PARTIE : BARRIERES BIOLOGIQUES A TRAVERS LES REGIMES PLANCTONOPHAGES DE OREOCHROMIS NILOTICUS ET DE SAROTHERODON GALILAEUS
CHAPITRE I : REGIME PLANCTONOPHAGE DE OREOCHROMIS NILOTICUS
INTRODUCTION
4.1. MATERIEL ET METHODES
4.1.1. Echantillonnage biologique
4.1.2 Algues nuisibles à la qualité de l’eau
4.1.3. Traitement statistique appliqué
4.2. RESULTATS
4.2.1. Organes du tube digestif analysés
4.2.2. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus
4.2.3. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction de la taille
4.2.4. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction des saisons sèche et pluvieuse
4.3. DISCUSSION
CONCLUSION
CHAPITRE II : REGIME PLANCTONOPHAGE DE SAROTHERODON GALILAEUS
INTRODUCTION
5.1. DESCRIPTION DU MILIEU D’ETUDE
5.2. METHODE ET COLLECTE DES DONNEES
5.2.1. Traitement statistique des données recueillies
5.3. RESULTATS
5.3.1. Coefficient intestinal de Sarotherodon galilaeus
5.4. DISCUSSION
CONCLUSION
6. PLANCHES D’ILLUSTRATION GENERALE DES PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS ET SAROTHERODON GALILAEUS ET LES ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA
PLANCHE 3 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS, SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE
PLANCHE 4 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS, SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE
PLANCHE 5 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS, SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA
PLANCHE 6 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOHROMIS NILOTICUS, SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA
DISCUSSION GENERALE
CONCLUSION GENERALE
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