Structure du febantel, du fenbendazole et de l’oxfendazole et relations entre ces trois molécules

Facteurs favorisants

La Giardiose canine touche toutes les races de chiens sans prédisposition sexuelle. En revanche, l’âge de l’animal est un facteur de réceptivité non négligeable. Dans l’étude menée sur 93 chiens de la région parisienne (11), si la prévalence globale de Giardia est de 12,9%, elle n’est que de 7,1% sur les animaux de plus de 6 mois mais atteint 30,4% chez les jeunes de moins de 6 mois. De la même façon, lors de l’enquête réalisée dans les chenils des environs de Lyon (52), la prévalence globale qui est de 17,1% tombe à 6,9% chez les adultes et s’élève à 44,5% chez les chiots de moins de 6 mois. Cette plus forte prévalence pourrait s’expliquer par le fait que les jeunes animaux sont plus enclins à se contaminer par consommation d’excréments et qu’ils possèdent un système immunitaire moins performant.

Le mode de vie en collectivité, par les contacts qu’il implique et les mesures d’hygiène moins faciles à appliquer, favorise les échanges de parasites. La saison ne semble pas jouer un rôle particulier même si les kystes sont sensibles à la dessiccation qui doit cependant être prolongée. Dans le milieu extérieur, ils résistent en effet 4 jours à 37°C, 1 mois à 21°C et 2 mois à 8°C. L’humidité leur permet d’augmenter leur durée de survie. L’état général de l’animal intervient aussi dans la réceptivité à Giardia. Ainsi, les individus immunodéprimés seront d’une part plus réceptifs mais aussi plus sensibles et développeront donc plus fréquemment une forme clinique. Le polyparasitisme semble aussi être un facteur prédisposant.

Signes cliniques

La grande majorité des cas de giardiose chez le chien reste probablement asymptomatique. Des symptômes peuvent apparaître après une durée d’incubation très variable allant de 5 jours (elle précède alors l’émission des premiers kystes) à plusieurs semaines. Le signe clinique le plus fréquent est l’apparition d’une diarrhée. Les fèces sont alors molles, pales et nauséabondes, pouvant avoir une apparence graisseuse faisant penser à une stéatorrhée.

La fréquence des défécations est modérément augmentée, la quantité de selles par défécation est normale ou augmentée. Le plus souvent, cette diarrhée devient chronique et caractéristique d’une mal-digestion-malabsorption mais la forme aiguë est aussi décrite. Quelques cas rapportent la possibilité d’une diarrhée de type diarrhée du gros intestin avec présence d’une grande quantité de mucus ou de sang non digéré. Vu la localisation des Giardia, en partie proximale de l’intestin grêle, la pathogénie est difficile à expliquer dans ce cas de figure. Les signes généraux sont limités dans la forme chronique, si ce n’est un amaigrissement évoluant vers la cachexie, malgré un appétit conservé voire augmenté et aucune altération du comportement. Lors d’une forme aiguë, en revanche, l’état général de l’animal peut rapidement se détériorer, la diarrhée étant rebelle au traitement et des vomissements pouvant aussi se produire.

La coproscopie microscopique

C’est la méthode de référence qui consiste en la recherche microscopique des kystes de Giardia après enrichissement en solution de forte densité. La technique consiste à mélanger 1 ou 5 grammes de fèces à environ 10 ml de solution et de laisser reposer pendant 10 minutes ou de centrifuger 3 à 5 minutes à 1500 tours-minute (54).

Les kystes (et les autres éléments parasitaires comme les oeufs d’Helminthes) vont alors monter en surface par différence de densité et se coller sur une lamelle posée au-dessus du pot à coproscopie. La lamelle est ensuite prélevée, placée sur une lame porte-objet et observée au grossissement X400. Les liquides utilisés sont le plus souvent une solution de sulfate de zinc à 33%, de densité 1,18, une solution de sulfate de magnésium de densité 1,28 ou une solution de chlorure de sodium à saturation dont la densité est 1,15. L’observation peut se faire directement sans trop de luminosité et en faisant varier la mise au point, les kystes apparaîtront comme de petits ovales transparents aux reflets verdâtres et entourés d’une paroi (figure 4).

Il est aussi possible d’utiliser un colorant comme le lugol dont une goutte suffit pour teinter les kystes en orange, facilitant ainsi leur observation. Cette méthode est bien plus sensible que la précédente mais elle doit cependant être répétée afin d’obtenir une sensibilité proche de 100%. En effet, seuls 70% environ des chiens atteints de giardiose se sont révélés positifs à la coproscopie dans une étude qui a aussi montré que 94% de ces mêmes chiens ont présenté une positivité lorsque 3 coproscopies ont été réalisées 3 jours de suite (57). Notons que pour une bonne réalisation de cette technique, il convient de travailler avec des selles fraîches ou conservées au réfrigérateur à 4°C. La lecture microscopique doit s’effectuer rapidement après la préparation car, dans le cas contraire, les kystes perdent leur forme et sont plus difficilement identifiables.

Risque zoonosique

La giardiose humaine est l’une des parasitoses intestinales les plus fréquentes dans certains pays, en particulier dans le Tiers-Monde. Elle constitue un problème de santé publique majeur se traduisant par des symptômes très variés. Souvent asymptomatique, elle prend cependant très fréquemment une forme chronique avec une diarrhée rebelle et des signes moins constants comme des céphalées, une stéatorrhée, des troubles hépato-biliaires, des troubles neurovégétatifs ou de la fièvre. Les individus les plus touchés sont les enfants avec des signes intestinaux plus marqués, souvent des signes nerveux (troubles du sommeil, baisse de l’attention) et des troubles de la croissance. La contamination de l’homme par une source animale a toujours été et reste encore controversée (9, 26).

Elle est d’abord mise en avant par des critères morphologiques comparables et des enquêtes épidémiologiques tendant à prouver une origine animale à certaines épidémies humaines. Citons l’exemple de contaminations survenues au Canada en 1982 (24).

Les individus atteints s’étaient contaminés en buvant de l’eau de rivière dans les montagnes rocheuses. Des fèces de castors contenant des kystes de Giardia ont été retrouvées dans cette rivière. Ils ont été donnés à des gerbilles qui ont alors présenté une excrétion intermittente de ces kystes, comme lorsqu’elles ont ingéré des kystes provenant d’un malade humain, alors que la cinétique d’excrétion était totalement différente pour une souche de G. muris.

Les Giardia retrouvées chez l’homme et le castor étaient, de plus, capable de se multiplier sur le même milieu de culture. Il existe aussi des anecdotes comme cet étudiant de l’université McGill au Québec contaminé en manipulant des castors ou ce vétérinaire du Virginia-Maryland Regional College of Veterinary Medicine qui a déclaré une giardiose peu de temps après en avoir fait le diagnostic sur un chien présentant de la diarrhée (24).

Cette thèse est corroborée par le fait qu’expérimentalement, une souche prélevée dans l’espèce humaine peut infecter des cochons d’Inde, des gerbilles, des moutons, des castors, des ratons-laveurs ou encore des chiens (3). Des techniques plus avancées comme l’analyse des antigènes (15), l’analyse des enzymes de restriction, les caractéristiques de culture permettent de différencier de nombreuses souches de Giardia, au sein même d’une espèce hôte. L’étude de l’ADN de certaines de ces souches révèle à la fois des similarités importantes mais aussi de légères différences entre des isolats prélevés sur l’homme et 4 autres espèces animales (castor, mouton, chien et rat-musqué). Pour certains auteurs, ces variations suffisent pour dire que l’on a affaire à des espèces différentes (2) et qu’il n’y a pas de contaminations croisées entre les hôtes.

Une autre étude génétique, plus récente (49), propose un arbre phylogénétique de différentes «lignées » de Giardia et aboutit à la conclusion que certains génotypes se retrouvent chez de nombreux hôtes différents, incluant l’homme, mais qu’il existe aussi des génotypes de Giardia adaptés à une espèce d’hôte, ceux-ci formant sans doute des espèces distinctes au sein du genre Giardia.

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : LA GIARDIOSE CANINE
1.Le parasite : Giardia duodenalis
1.1. Taxonomie
1.2. Morphologie
1.3. Biologie
1.4. Cycle évolutif
2.Epidémiologie
2.1. Importance de la maladie
2.2. Epidémiologie analytique
2.2.1. Sources de parasites
2.2.2. Transmission du parasite
2.2.3. Facteurs favorisants
3.Pathogénie
4.Signes cliniques
5.Lésions
6.Diagnostic
6.1. Diagnostic différentiel
6.2. Diagnostic expérimental
6.2.1. L’examen direct des fèces
6.2.2. La coproscopie microscopique
6.2.3. L’utilisation de la méthode ELISA
6.2.4. L’aspiration duodénale
6.2.5. L’utilisation de l’ENTERO TEST
6.2.6. D’autres méthodes diagnostiques
7.Méthodes de lutte
7.1. Traitement
7.1.1. Utilisation des nitroimidazoles
7.1.2. Utilisation de la quinacrine
7.1.3. Utilisation des benzimidazoles
7.2. Prophylaxie
8.Risque zoonosique
DEUXIEME PARTIE : PHARMACOLOGIE DES MOLECULES TESTEES
1.Le métronidazole
1.1. Structure
1.2. Pharmacocinétique
1.3. Mécanisme d’action et résistances
1.4. Indications
1.5. Contre-indications et toxicité
2.Les benzimidazoles : fébantel, fenbendazole et oxfendazole
2.1. Structures et relations
2.1.1. Structure générale des benzimidazoles
2.1.2. Structure du febantel, du fenbendazole et de l’oxfendazole et relations entre ces trois molécules
2.2. Pharmacocinétique
2.3. Mode d’action et résistances
2.4. Indications
2.5. Contre-indications et toxicité
3.Les autres molécules
3.1. Le praziquantel
3.2. L’embonate de pyrantel
3.3. La spiramycine
TROISIEME PARTIE : ESSAI DE QUATRE PROTOCOLES DE TRAITEMENT DE LA GIARDIOSE CANINE
1.Matériel et méthode
1.1. Les chiens
1.2. L’infestation par les Giardia
1.3. Réalisation des lots
1.4. Environnement des chiens
1.5. Protocoles de traitement
1.6. Examen des fèces
1.6.1. Principe et réalisation de l’examen coproscopique
1.6.2. Principe et réalisation des tests ELISA
2.Résultats
2.1. Résultats du lot témoin
2.2. Résultats du traitement par l’oxfendazole
2.3. Résultats du traitement par l’association de fébantel, de praziquantel et d’embonate de pyrantel
2.4. Résultats du traitement par le fenbendazole
2.5. Résultats du traitement par le métronidazole associé à la spiramycine
2.6. Synthèse et interprétation des résultats
3.Discussion
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
Annexe 1 : Détail des résultats coproscopiques et ELISA du contrôle de l’infestation des chiens avant le début de l’essai
Annexe 2 : Résultats coproscopiques et ELISA de tous les chiens participant à l’essai
Annexe 3 : Tableaux de résultats statistiques
Annexe 4 : Comparaison des techniques de diagnostic de la giardiose canine

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