Rappel des techniques de diagnostic parasitaire

EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES

En parasitologie, d’une manière générale, sont recherchés dans les selles des parasites qui peuvent être :
– des vers visibles à l’oeil nu ;
– les oeufs de ces vers ou leurs larves visibles au microscope ; des protozoaires (micro-organismes formés d’une seule cellule) trouvés sous leur forme mobile (forme végétative) ou immobile (kyste).

Prélèvement 

Il s’agit d’une étape importante de l’analyse, car du soin apporté au recueil des selles, dépendra en grande partie la qualité du résultat du laboratoire. Le prélèvement des selles pour la recherche des parasites demande les précautions suivantes :
• Prélever une quantité suffisante de selles : il faut recueillir une quantité suffisante de selles afin d’éviter le dessèchement rapide d’une part et d’autre part d’augmenter les chances d’en trouver s’ils sont rares. Prélever au minimum une quantité de selles égale à une ou deux morceaux de sucre.
• Fournir un récipient au malade : le laboratoire doit s’efforcer de remettre au malade une boîte de recueil qui peut être une boîte en carton paraffiné, une boîte en plastique léger, un flacon avec bouchon à cuillère ( modèle spécial pour le recueil des selles ).
• Examiner les selles fraîches : il faut examiner les selles dans l’heure qui suit leur prélèvement, et elles doivent être recueillies près du laboratoire. Lorsqu’on reçoit un lot de selles, faire un choix de priorité et examiner en premier les selles liquides, glaireuses, sanglantes ; elles risquent de contenir des amibes mobiles dont la vie à l’air libre est de courte durée.

Examen macroscopique
■ L’examen macroscopique des selles ne doit pas être négligé car il montre  parfois des parasites adultes : Oxyure, anneaux de Tænia, Ascaris.

De plus la consistance et l’aspect des selles peuvent être évocateurs : selles muco-sanglantes des amibiens, jaunes chamoises des malades atteints de giargiases, selles noires d’un meloena, décolorées d’une rétention biliaire.

TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC

Plusieurs techniques sont pratiquées :

Examen direct à l’eau physiologique

Il suffit souvent en zone tropicale où les sujets sont intensément parasités.

matériel
– Lames de verres = 7,5 x 5 cm de préférence pour réduire les risques de contamination ;
– Lamelles 20 x 20 mm, applicateurs en bois, crayons, eau physiologique.

Technique
• Sur une lame déposer 1 goutte d’eau physiologique, et un morceau de selles :
– si les selles sont moulées, prélever à l’intérieur de la selle ;
– si elles sont muqueuses, prélever dans le mucus sanguinolent à l’extérieur des selles. Faire de même avec les selles liquides.
• Mélanger le morceau de selle à la goutte d’eau physiologique, puis recouvrir la préparation d’une lamelle en évitant d’y créer des bulles d’air.
• Marquer au crayon le numéro de la selle sur la lame.
• Examiner au microscope à l’objectif 10 et 40 toute la préparation en partant du coin en haut et à gauche, en parcourant toute la lame.

Sensibilité de la méthode 

On repère ainsi les formes végétatives de protozoaires vivantes et mobiles, on décèle également les kystes de protozoaires, les oeufs et les larves d’helminthes s’ils sont assez nombreux.

L’examen direct apprécie au mieux la vitalité des larves et de certains oeufs (Schistosomes), il peut dépister un mal-digestion (résidus conjonctivomusculaire et graisseux), des cristaux de charcot-leyden en aiguille de boussole, des leucocytes, des hématies.

La technique de KATO 

Elle consiste à examiner un étalement épais de matières fécales éclaircies par une solution transparisante.

matériel
– Un tamis en mailles d’acier de 250 Jim taillé en rectangle de 5 cm x 2 cm.
– Du papier cellophane ordinaire découpé en rectangle de 5 cm fois 2 cm.
– D’une solution éclaircissante ( soit glycérine 100 ml + eau distillée 100 ml + vert malachite à 3 % ml ; soit mélange d’un volume de formol, d’un volume de polyéthylène glycol et de 2 volumes de solution saturée de Na Cl ).

Technique
• Immerger les rectangles de cellophane dans la solution transparisante au moins 24 heures avant l’emploi.
• Tamiser les selles pour éliminer les gros fragments en appuyant fortement le tamis sur la selle.
• Déposer une petite noix de selles tamisées sur une lame porte-objet.
• Recouvrir la préparation d’un rectangle de cellophane imprégné de solution tranpari sante .
• Retourner la préparation et l’écraser sur la paillasse recouverte de papier filtre ou de papier journal.
• Examiner l’étalement en totalité au microscope à l’objectif 10 et 25 après 10 à 30 minutes selon la température ambiante.

En effet si on examine la préparation très tôt elle n’est pas suffisamment éclaircie, si on l’examine trop tard les oeufs à coque mince (Ankylostomes, Schistosomes….) deviennent rapidement méconnaissables surtout- lorsque la température est élevée. On évite la dessiccation des préparations en les plaçant dans une chambre humide (récipient clos dont le fond est tapissé de plusieurs épaisseurs de papier filtre humide).

Sensibilité de la méthode
Les résultats sont excellents dans la plupart des helminthiases. Cette méthode détecte aisément les oeufs d’Ankylostomes (Necator americanus ; Ancylostoma duodonale), de Schistosomes (Schistosoma mansoni ; S. intercalatum ; S. japonicum dont elle permet mal d’apprécier la viabilité), de Trichocéphale, d’Ascaris et d’Hyrnenolepis nana. Par contre, cette technique est sans valeur pour les larves d’helminthes, les kystes et les formes végétatives de protozoaires. Elles sont inutilisables si les selles sont liquides.

Les techniques de concentration parasitaires 

Les concentrations parasitaires appelées aussi « Enrichissement » permettent :
– d’examiner une plus grande quantité de selles sous un petit volume ;
– de trouver les parasites s’ils y sont en très petite quantité.

Il faut toujours procéder à un examen microscopique direct des selles avant de faire une concentration. Les formes mobiles des protozoaires ne sont pas trouvées par concentration.

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : Rappel des techniques de diagnostic parasitaire
CHAPITRE I : EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES
I. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
I. 1 Examen direct à l’eau physiologique
I. 2 La technique de KATO
I. 3 Les techniques de concentration parasitaires
I. 4 Recherche spéciale des oeufs D’OXYURE : Scotch test
I. 5 Technique de HARADA-MORI
I. 6 Le tubage duodénal
I. 7 La biopsie de muqueuse rectale
H. IDENTIFICATION DES ŒUFS
HI. REDACTION DES RESULTATS D’EXAMENS DE SELLES
111.1 La consistance des selles
III. 2 Les éléments anormaux
III. 3 Les parasites
CHAPITRE H : EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU SANG
I. RECHERCHE DES PLASMODIES
I. 1 Méthodes directes
I. 2 Méthodes indirectes : immunologique
I. 3 Numération des Plasmodiums
I. 4 Identification des différentes espèces de plasmodium
H. RECHERCHES DES MICROFILAIRES SANGUINES
H. 1 Recherche dans le sang capillaire
II. 2 Recherche dans le sang veineux
HL RECHERCHE DE TRYPANOSOME
III. 1 Examen direct à l’état frais
III. 2 Recherche après centrifugation
CHAPITRE IH : EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES URINES
I. RECHERCHE D’OEUFS DE BILHARZIE
I. 1 Recherche simple
I. 2 Technique de concentration
H. RECHERCHE DE Trichomonas vaginalis
HI. RECHERCHE DE MICROFILAIRES
IV. ŒUFS D’ASCARIS ET D’AMIBES
CHAPITRE IV : EXAMENS PARASITOLOGIQUES DE LA PEAU
I. RECHERCHES DES MICROFILAIRES CUTANEES: Onchocercose
II. AUTRES
CHAPITRE V : AUTRES EXAMENS PARASITOLOGIQUES
I. RECHERCHE DANS LES CRACHATS
IL RECHERCHE DANS LE L.C.R
II. 1 Recherche du trypanosome
II. 2 Autres parasites du L.C.R
DEUXIEME PARTIE : Travail personnel
CHAPITRE I : CADRE BIOGEOGRAPHIQUE
L DONNEES GEOGRAPHIQUES
• DONNEES DEMOGRAPHIQUES
DONNEES SOCIO-ECONOMIQUES
III. 1 Données culturelles
III. 2 Données économiques
IV. DONNEES SANITAIRES
CHAPITRE II: MATERIEL ET METHODE
CHAPITRE II : RESULTATS
I. ORGANISATION DU LABORATOIRE
I. 1 Les locaux
I. 2 Les moyens humains
I. 3 Equipement
I. 4 Les moyens financiers
I. 5 Tarification des analyses
I. 6 Commande- approvisionnement et gestion du stock
H. BILAN D’ACTIVITE DU LABORATOIRE
II. 1 Accueil des patients et réception des prélèvements
II. 2 Prélèvement des produits pathologiques
II. 3 Conservation des produits pathologiques
II. 4 Interprétation et délivrance des résultats
HL EVALUATION DES EXAMENS PARASITOLOGIQUES
III. 1 Aspect quantitatif
III. 1. 1 Bilan général global de 1996 à 2000
III. 1. 2 Bilan par type d’analyse
III. 1. 3 Bilan selon la provenance de la demande
III. 1. 3. 1- Bilan des analyses effectuées à titre hospitalier
III. 1. 3. 2 Bilan des analyses parasitologiques effectuées à titre externe
III. 2 Aspect qualitatif
III. 2. 1 Résultats globaux
III. 2. 2- Résultats par type d’analyse
CHAPITRE IV : DISCUSSION
I. ORGANISATION ET FONCTIONNEMENT DU LABORATOIRE
• ÉVALUATION QUANTITATIVE
HI. EVALUATION QUALITATIVE
III. 1 Prévalence des selles K.A.O.P
III. 2 Prévalence des gouttes épaisses
III. 3 Prévalence des culots urinaires
III. 3.1 Prévalence de Schistosoma haematobium
III. 3. 2 Prévalence de Trichomonas vaginalis
CONCLUSION

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