Présentation du laboratoire de Parasitologie –Mycologie de l’hôpital Aristide Le Dantec

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Facteurs favorisants et mode de contamination

La plupart des espèces de Candida sont des pathogènes opportunistes ; elles ne deviennent pathogènes pour leur hôte qu’en présence de facteurs favorisants tels que le déficit immunitaire, l’obésité et le diabète.
Le mode de contamination peut se faire par voie endogène (à partir de la muqueuse intestinale) ou par voie exogène (candidoses sexuellement transmissibles) [19].

Les candidoses superficielles

Les candidoses superficielles sont des affections fongiques cosmopolites provoquées par les levures du genre Candida qui affectent le revêtement cutané, les phanères et les muqueuses digestives et uro-génitales [8].
• Les candidoses cutanées et unguéales o Les intertrigos à Candida
Les intertrigos des grands plis. Ce sont des lésions desquamantes avec un prurit et une fissuration au fond des plis inguinaux, axillaires, abdominaux, sous-mammaires et interfessiers.
Les intertrigos des petits plis. L’intertrigo interdigito-palmaire est le plus fréquent, il donne une lésion blanc nacré avec un prurit.
o Le périonyxis et l’onyxis à Candida
Le périonyxis est une tuméfaction douloureuse, siégeant autour de la zone matricielle, à la base de l’ongle (Figure 8). L’onyxis à Candida fait suite au périonyxis et les lésions débutent par la partie proximale de l’ongle [8].
• Les candidoses digestives
Les candidoses digestives sont constituées par les candidoses buccales (muguet, perlèche), la candidose œsophagienne, la candidose gastro-intestinale et la candidose anale [8].
• Les candidoses génito-urinaires
Les candidoses génito-urinaires comprennent : la vulvo-vaginite, l’urétrite et la balanite [8].

Le genre Malassezia

Les levures appartenant au genre Malassezia sont cosmopolites et font parties de la flore cutanée habituelle des mammifères. Elles déterminent, en présence de facteurs favorisants, des affections superficielles appelées malassezioses [8].

Classification

Les Malassezia sont assimilés à la classe des Basidiomycètes. Les espèces suivantes sont retrouvées chez l’homme à la surface de la peau et en majorité dans les zones riches en glandes sébacées:
– Malassezia furfur : commensal de la peau de l’homme et responsable du pityriasis versicolor ;
– Malassezia globosa: responsable du pityriasis capitis et de la dermite séborrhéique ;
– Malassezia restricta: incriminé dans des cas de kératite ;
– Malassezia sympodialis : responsable de pityriasis versicolor ;
– Malassezia pachydermatis : la seule espèce non lipodépendante.

Morphologie des Malassezia

L’espèce de Malassezia la plus incriminée dans les mycoses superficielles reste M. furfur qui détermine le pityriasis versicolor. C’est une levure dimorphique qui se présente sous forme de spores à l’état saprophyte et sous forme de spores et de pseudofilaments à l’état pathogène (Figure 9) [8].

Facteurs favorisants des malassezioses

Les Malassezia sont des pathogènes opportunistes ; certains facteurs favorisent leur pouvoir pathogène comme une peau séborrhéique (teneur importante en triglycérides et acides gras libres), l’humidité, la chaleur, l’influence hormonale (grossesse, hypercorticisme, …) et l’immunodépression [8].

Les malassezioses 

• Le pityriasis versicolor
Le pityriasis versicolor est l’affection à Malassezia la plus répandue. Sur une peau noire, les lésions apparaissent comme des taches dépigmentées (Figure 10). Les lésions siègent en haut du thorax (cou, épaule), au niveau du visage et aux membres supérieurs.
• La dermite séborrhéique
Les lésions sont érythémato-squameuses et prurigineuses. Elles siègent sur le visage, les sourcils et la racine du cuir chevelu.
• Le pityriasis capitis
Il se manifeste par un prurit, une desquamation abondante du cuir chevelu générant des pellicules nombreuses ou des croûtes. Elle peut simuler une teigne du cuir chevelu d’où son nom de teigne amiantée.

Le genre Trichosporon

Les levures du genre Trichosporon sont des espèces cosmopolites. Ce sont des levures commensales de la peau et parfois du tube digestif et du pharynx [8].

Classification

Les Trichosporon sont des levures appartenant au phylum des Ascomycotina, à la classe des Hémiascomycètes, à l’ordre des Saccharomycetales, à la famille des Dipodascaceae [10]. On retrouve 7 espèces du genre Trichosporon :
– T. mucoïdes est l’espèce la plus fréquente ; elle est localisée au niveau des pieds, des espaces interdigito-plantaires et des ongles ;
– T. inkin est retrouvé au niveau de la muqueuse anale, des plis inguinaux et des poils pubiens ;
– T. asahii est présent sur la peau et les ongles (pieds et mains) ;
– T. ovoides est un hôte du cuir chevelu et de la barbe ;
– T. cutaneum et T. asteroïdes sont présents au niveau de la peau et des ongles ;
– T. filamenta est commensal de la peau.

Morphologie des Trichosporon

Ces levures se présentent macroscopiquement sous la forme de colonies glabres, beiges, sèches ou humides (Figure 11). Microscopiquement, on observe de nombreuses conidies rectangulaires ou arthroconidies [22].

Facteurs favorisants

Les lésions superficielles dues aux Trichosporon sont favorisées par une mauvaise hygiène, l’humidité, la chaleur et l’immunodépression [8, 19].

Le matériel de prélèvement

Le matériel doit être stérile et comprend : une curette de Brocq ou un grattoir de Vidal, des ciseaux, un vaccinostyle, une pince à épiler, des écouvillons et des boîtes de Pétri [11].

Les modalités de prélèvement

Le prélèvement doit être réalisé avant tout traitement spécifique ou après avoir observé une fenêtre thérapeutique qui est de quinze jours pour les lésions de la peau ou des cheveux et de deux mois pour les ongles. La méthode de prélèvement est fonction de la zone infectée.
• Les lésions de la peau glabre.
Les lésions cutanées sont grattées avec une curette ou un grattoir en périphérie de la lésion, sur le bourrelet inflammatoire.
• Les folliculites et sycosis.
Les poils et les duvets sont prélevés à la pince à épiler, ensuite on applique un écouvillon préalablement humidifié sur les lésions suintantes.
• Les onyxis et périonyxis
Pour l’onyxis, le prélèvement de la zone unguéale pathologique se fait avec une curette ou un vaccinostyle. Pour les lésions suintantes du périonyxis, le prélèvement est recueilli avec un écouvillon imbibé d’eau physiologique stérile [8].
• Les teignes du cuir chevelu
Le prélèvement est précédé par un examen du cuir chevelu sous lampe de Wood à la recherche d’une fluorescence verte ou jaune. Les cheveux fluorescents sont prélevés à la pince à épiler. En absence de fluorescence, le prélèvement se fait dans la zone d’alopécie avec une pince à épiler et un grattoir.
• Les intertrigos
Le prélèvement est réalisé à la périphérie des lésions par grattage avec une curette, puis par écouvillonnage aux bords de la lésion.
• Le pityriasis versicolor
Le site de prélèvement est gratté avec une curette, puis les squames sont recueillies avec de la cellophane adhésive (« Scotch test ») [8].

Examen direct

L’examen direct est indispensable compte tenu de la lenteur habituelle de croissance des dermatophytes et des difficultés d’interprétation en cas d’isolement de levures habituellement saprophytes. L’examen direct permet de constater la présence du champignon à l’état parasitaire dans le site prélevé [11].

Technique

Pour sa réalisation, le produit pathologique est déposé sur une lame porte-objet avec une goutte de liquide éclaircissant (potasse à 10, 15 ou 20%) afin de faciliter la visualisation des éléments fongiques au microscope optique, ou avec des colorants (noir chlorazole) ou des fluorochromes (Calcofluor), qui peuvent faciliter le repérage des éléments fongiques [11].

Résultats de l’examen direct

• Dans les squames ou les fragments d’ongles
Un résultat positif est caractérisé par la présence de filaments mycéliens hyalins, plus ou moins réguliers, septés, d’aspect en bois mort, et/ou de levures et pseudo-hyphes
• Dans les cheveux ou les poils
Le développement des dermatophytes dans les cheveux ou les poils se traduit, à l’examen direct,  par différents parasitismes pilaires (endothrix, endo-ectothrix, faviques) [11].

Culture

Milieux de culture et ensemencement

Le milieu de référence pour la culture des dermatophytes est le milieu de Sabouraud additionné de chloramphénicol et de cycloheximide (Actidione®). A l’exception des Malassezia, lipodépendants, les levures rencontrées chez l’homme peuvent pousser sur les milieux de culture utilisés en bactériologie (géloses ordinaires, géloses au sang, bouillon cœur-cervelle, …). Toutefois, le milieu de Sabouraud est le plus utilisé pour l’isolement des levures. La température d’incubation est comprise entre 25 et 30 °C. Une durée d’incubation de 24 à 48 heures est généralement suffisante pour isoler la plupart des levures appartenant aux genres Candida et Trichosporon. Pour les dermatophytes la durée de la culture peut aller jusqu’à quatre semaines [8, 11].

Identification des champignons au laboratoire

Examen macroscopique des cultures -Les dermatophytes

L’examen macroscopique des cultures pour les dermatophytes comporte l’analyse des colonies afin de déterminer : la couleur, la forme (rondes, étoilées, …), le relief (plates, plissés, …), les caractéristiques de la surface (duveteuse, poudreuse, …), la consistance (molle, élastique, …) et la taille (réduite ou étendue). Il faut rechercher également la présence d’un pigment diffusant dans la gélose [11].
-Les levures
Les espèces du genre Candida donnent des colonies blanches et crémeuses, qui sont lisses ou plissées. Les espèces du genre Trichosporon donnent des colonies crémeuses et glabres, devenant cérébriformes avec une surface poudreuse. Les colonies du genre Malassezia sont blanchâtres à chamois et lisses mais les Malassezia ne sont pas cultivées en routine [8].

Examen microscopique des cultures -Les dermatophytes

Pour observer les colonies de dermatophytes, une portion de la colonie est prélevée à l’anse de platine ou par la technique du drapeau puis examinée entre lame et lamelle dans une goutte de colorant (bleu lactique) afin d’étudier : l’aspect des filaments mycéliums cloisonnés, la présence de chlamydospores, l’abondance et la morphologie des microconidies et des macroconidies et la présence d’une ornementation spécifique d’espèce (acladium, chandelier favique, …)
-Les levures [8]
Une portion de colonie isolée de levures est prélevée avec l’anse de platine et observée entre lame et lamelle dans une goutte de sérum physiologique. La présence de blastospores ovoïdes ou allongées, de mycéliums, de pseudomycéliums et d’arthrospores est recherchée.

Identification complémentaire -Dermatophytes

Certains milieux de culture peuvent être utilisés pour différencier des espèces morphologiquement proches par le virage d’un indicateur coloré, la production de pigment et la formation de sporulation : gélose de Taplin, milieu Lactrimel, milieu de Boreli, milieu PDA (potato-dextrose-agar), le milieu de Baxter, etc…
-Levures
Le test de blastèse (test de filamentation) et la recherche de la chlamydosporulation permet de differencier le complexe C. albicans des autres Candida (Figure13). On peut aussi utiliser des milieux chromogéniques et fluorogéniques pour l’isolement et l’identification des levures.

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Table des matières

Introduction
Première partie : Rappels bibliographiques
I .Généralités sur les mycoses superficielles
I.1. Définition
I.2 Les champignons et les mycoses superficielles
I.2.1 Dermatophytes et dermatophytoses
I.2.1.1.Classification des dermatophytes
I.2.1.2 Morphologie des dermatophytes
I.2.1.3 Mode de contamination
I.2.1.4 Facteurs favorisants
I.2.1.5 Les dermatophytoses ou dermatophyties
I.2.2 Les Levures et levuroses superficielles
I.2.2.1 Le genre Candida
I.2.2.2. Le genre Malassezia
I.2.2.3. Le genre Trichosporon
II- Diagnostic des mycoses superficielles
II.1 Le prélèvement
II-1-1. Le matériel de prélèvement
II-1-2. Les modalités de prélèvement
II-2. Examen direct
II-2-1. Technique
II-2-2. Résultats de l’examen direct
II-3. Culture
II-3-1. Milieux de culture et ensemencement
II-3-2. Identification des champignons au laboratoire
II-3.2.1. Examen macroscopique des cultures
II-3.2.2. Examen microscopique des cultures
II-3-2-3. Identification complémentaire
III-Traitement
III–1. Les antifongiques
III-2. Indications thérapeutiques dans les dermatophyties
III-2-2. Les épidermophyties circinées
III-2-3. Les intertrigos
III-2-4. Les onychomycoses
III-3. Thérapeutiques dans les levuroses superficielles
III-3-1. Les intertrigos candidosiques
III-3-2. Les candidoses unguéales
III-3-3. Les malassezioses
III-3-4. Les trichosporonoses
Deuxième partie : Travail expérimental
I – Cadre d’étude
I-1. Présentation de la ville de Touba
I-1-1. Situation géographique de la ville de Touba
I-1-2. Découpage administratif de la ville de Touba
I-1-3. Démographie de la ville de Touba
I-1-4. Données socio-économiques de la ville de Touba
I-1-5. Caractéristiques climatiques et environnementaux de Touba
I-1-6. Carte sanitaire de la ville de Touba
I-2. Centre Hospitalier National Matlaboul Fawzeini de Touba
I-2-1. Présentation de l’hôpital Matlaboul Fawzeini
I-2-2. Présentation du laboratoire de l’hôpital Matlaboul Fawzeini
I-3. Présentation de l’hôpital Aristide Le Dantec
I-3-1. Historique et présentation
I-3-2.Présentation du laboratoire de Parasitologie –Mycologie de l’hôpital Aristide Le Dantec
II- Type, population et période d’étude
III – Matériels et méthodes
III.1 Matériels
III-1-1. Le matériel consommable
III-1-2. Les appareils
III-1-3. Les milieux de culture
III-1-4. Les réactifs
III-2 Méthodes d’étude
III-2-1. Interrogatoire du patient
III-2-2. Prélèvements
III-2-2-1. Prélèvements cutanés
III-2-2-2. Prélèvements du cuir chevelu
III-2-2-3. Prélèvements des ongles
III-3. Examen direct
III-4. Culture
III-5. Critères d’identification des espèces
III-5-1. Dermatophytes
III-5-2. Levures
IV – Résultats
IV-1. Caractéristiques de la population d’étude
IV-2. Les indices parasitaires
IV-3. La répartition de l’infection en fonction du sexe
IV-4. La répartition de l’infection selon l’âge
IV-5. Les atteintes cliniques rencontrées
IV-6. Les espèces isolées
V – Discussion
Conclusion
Références bibliographiques

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