Soutenance mémoire
Prélèvement du sperme de chat
L’appareil génital externe
Le scrotum et les testicules [119] Le scrotum est situé en région périnéale haute, juste sous l’anus. Il est moins saillant et il est placé plus dorsalement et plus caudalement que chez le chien. Sa pilosité se confond avec celle des régions environnantes. Les testicules sont ramassés et globuleux (longueur 1,2 à 2,0 cm et largeur 0,7 à 1,7 cm). Leur grand axe s’oriente ventralement et crânialement. Chaque testicule est complètement isolé et pèse 1,3g en moyenne. Son mediastinum testis est rectiligne, alors qu’il est incurvé en arc de cercle chez le chien. Sous le tégument scrotal se trouvent les fascias spermatiques, externe et interne, puis la tunique vaginale et enfin la tunique albuginée qui enveloppe le testicule et l’épididyme.
Les testicules sont descendus à la naissance, mais peuvent monter et descendre le long de canal inguinal jusque vers 10 à 14 semaines. L’épididyme est crânio‐médial au testicule auquel il adhère fortement. Il est fixé à la paroi scrotale par le ligament de la queue de l’épididyme. Il est peu volumineux et pèse en moyenne 0,2g. La paroi du conduit déférent est totalement dépourvue d’ampoule et de glandes. Le canal déférent, très contourné longe le testicule en direction crâniale et pénètre dans le cordon spermatique. Le muscle crémaster est grêle et le cordon spermatique horizontal est beaucoup plus long que chez le chien. La vésicule séminale fait défaut comme dans l’espèce canine, et l’utricule prostatique manque habituellement. La structure anatomique des testicules est rappelée dans la figure 1.
Le pénis
L’os pénien est long d’un demi‐centimètre à peine (3 à 4 mm). Il est rudimentaire et se présente sous la forme d’un long cône effilé distalement. Il s’ossifie tardivement. Inconstant, on ne l’observe généralement que chez les sujets âgés. Le pénis est court (8 à 10mm), cylindroïde et dirigé caudalement, sa face urétrale en situation dorsale. Lors de l’érection, il se redresse, mais se dirige plutôt en direction ventrale que crâniale. Il est constitué de trois corps érectiles. Le corps caverneux joue toutefois le rôle le plus important dans le mécanisme de l’érection. Son albuginée (tunica albuginea corporum cavernosorum) est renforcée dans sa partie crâniale, faisant courber l’organe crânialement lors de l’érection. Le gland est court et conique, relié ventralement au pénis par le frein. Il est recouvert d’un prépuce. Sa surface est hérissée chez l’adulte de fortes papilles (100 à 200) à l’épithélium épais et kératinisé et dont la pointe est dirigée vers la base. Ces papilles manquent parfois au niveau de l’apex et près du raphé du pénis, lequel est beaucoup plus net que chez le chien. Leur apparition est androgèno‐dépendante et elles régressent à la castration. Lors du coït, ces papilles se redressent dans le vagin. Le prépuce est bref, conique et libre. Il est situé juste sous le scrotum et entourant le pénis. Sa paroi est épaisse et son ostium ouvert en direction caudale. La peau de sa surface est recouverte de poils rudes et courts. On précisera cependant que le pénis n’est externé que lors de l’érection, contrairement à sa position de repos qui est interne.
L’urètre et les glandes annexes
Une coupe transversale réalisée à la base du pénis met en évidence l’urètre entouré du corps spongieux du pénis, puis, de part et d’autre, de deux muscles bulbo‐spongieux, et enfin de deux corps caverneux séparés par un septum. Au niveau du gland on observe les corps spongieux du gland qui entourent l’urètre et l’os pénien. Le chat se distingue de la plupart des autres mammifères par la simplicité de son appareil génital, notamment par l’absence de vésicule séminale, d’ampoule et de glande sur ses conduits déférents.
Mécanisme de la puberté [60,118,119] « Le facteur essentiel du déclenchement de la puberté est la mise en route du gonostat hypothalamo‐hypophysaire qui sécrète alors des quantités importantes d’hormones gonadotropes » [118]. Après la naissance, se produit une lente maturation de l’hypothalamus qui devient fonctionnel au moment de la puberté. Cette maturation serait due à des facteurs génétiques modulés par l’environnement. A cette époque, les sécrétions cortico‐surrénaliennes d’androgènes et d’oestrogènes débutent. Les noyaux sécrétoires de l’hypothalamus sécrètent des quantités progressivement croissantes d’hormones hypothalamiques qui provoquent une maturation des cellules gonadotropes de l’antéhypophyse. Ces cellules élaborent à leur tour des taux croissants de gonadotropines (LH et FSH). La FSH sensibilise les testicules à l’action de la LH. Sous l’action de la LH, se produit une maturation des cellules de Leydig. Ces dernières sécrètent de la testostérone à des taux de plus en plus importants. L’imprégnation de l’organisme par la testostérone provoque le développement des caractères sexuels secondaires.
La testostérone provoque la maturation des cellules de Sertoli et sous l’effet conjugué de la LH, de la testostérone et de la FSH sécrétées en quantités croissantes, la spermatogénèse se déclenche à son tour. Le gonostat hypothalamo‐hypophysaire fonctionne cycliquement chez la femelle et de façon continue chez le mâle (Figure 5). Les caractères sexuels tertiaires apparaîtront, et les premiers éjaculats (sperme émis lors des éjaculations) signeront l’installation de la puberté.
Saisonnalité
Les mâles contrairement aux femelles sont fertiles toute l’année, mais le volume et le nombre de spermatozoïdes par éjaculat est 2 à 3 fois plus élevé en jours longs qu’en jours courts. Ainsi la libido s’atténue pendant les jours décroissants, de septembre à janvier dans l’hémisphère nord. De même, d’après Kirkpatrick [54], le poids du tissu testiculaire varie, et est étroitement corrélé au taux de testostérone circulant (r=0,929 p<ou=0,05) ; ainsi, les chats atteignant huit mois en juin ont de plus gros testicules (1,21g en moyenne) que ceux atteignant cet âge en décembre ou en mars (0,84g en moyenne). L’activité sexuelle des chats mâles fluctue donc bien en fonction de la photopériode, mais elle ne connaît pas les mêmes interruptions que celle des femelles. De plus, Johnstone [50] a constaté qu’en Australie (hémisphère sud), la production du sperme variait également en fonction de la saison (Tableau 1).
Dans son expérience, l’éclairage artificiel (12 heures de jour, suivies de 12 heures d’obscurité) était complété par la lumière naturelle de septembre à mars jusqu’à un maximum de 14 heures de jour. Les « performances » (concentration et volume des éjaculats) des animaux ont atteint un maximum entre la fin de l’hiver et le début du printemps, de juillet à septembre. Ceci coïncide à peu près avec les fluctuations de la testostéronémie, maximale en août pour les chats de cette aire géographique d’après Johnstone et al. (1983) cité par Johnstone [50]. On peut penser qu’il en est de même pour l’hémisphère nord, avec des performances maximales de la fin de l’hiver au début du printemps (influence de la photopériode).
|
Table des matières
LISTE DES FIGURES
LISTE DES PHOTOS
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES ABREVIATIONS
GLOSSAIRE
INTRODUCTION
Première partie Contexte bibliographique actuel
I.Rappels d’anatomie de l’appareil génital mâle et de physiologie de la reproduction chez le chat
1 Rappels anatomiques
I.1.1 L’appareil génital externe Le scrotum et les testicules [119]
I.1.2 Le pénis [60,119]
I.1.3 L’urètre et les glandes annexes [60,119]
I.1.3.i L’urètre
I.1.3.ii La prostate
I.1.3.iii Les glandes bulbo‐urétrales
I.1.4 Neuro‐anatomie [60,99,119]
I.2 Physiologie de la reproduction chez le chat mâle
I.2.1 Puberté
I.2.2 Saisonnalité [50,54,119]
I.2.3 Carrière de reproduction
I.2.4 Comportement sexuel du chat mâle
I.2.5 Evènements post‐coït
II.Méthodes de prélèvement du sperme de chat, examen et caractéristiques de la semence féline
II.1 Méthodes de prélèvement du sperme de chat
II.1.1 Vagin artificiel
II.1.2 Electro‐éjaculation
II.1.3 Flush ou aspiration de l’épididyme
II.1.4 Cathétérisme urétral après injection de médétomidine
II.1.5 Autres
II.2 Méthodes d’appréciation et caractéristiques de la semence [119]
II.2.1 Intérêt de l’analyse de la semence
II.2.2 Examen macroscopique
II.2.3 Examen microscopique de la semence
II.2.4 Potentiel fécondant et fertilité
II.2.5 Caractéristiques de la semence, comparées selon le mode de prélèvement
II.2.5.ii Caractéristiques de la semence récoltée par cathétérisme de l’urètre après injection de médétomidine
II.2.6 Qualité de la semence et fréquence de prélèvement [4,5]
III. Facteurs influençant la qualité et la quantité de la semence
III.1 Affections d’origine génétique ou congénitale
III.1.1 Anomalies chromosomiques
III.1.2 Intersexualité
III.1.2.i Hermaphrodisme vrai
III.1.2.ii Pseudohermaphrodisme
III.1.3 Autres malformations
III.1.3.i Ectopie testiculaire [89, 119]
III.1.3.ii Hypoplasie testiculaire
III.2 Affection d’origine hormonale
III.2.1 dysendocrinies
III.2.2 Hypogonadisme [119,43]
III.3 Affection d’origine néoplasique
III.4. Autres causes d’infertilité
III.4.1 Facteurs environnementaux
III.4.1.i Eclairement
III.4.1.ii Stress
III.4.1.iii Alimentation [119]
III.4.2 Sperme de mauvaise qualité
III.4.2.i Surexploitation
III.4.2.ii Hyperthermie testiculaire
III.4.2.iii Âge [101,102]
III.5 Tératozoospermie
III.5.1 Définition [46,120 ,123]
III.5.2 Etiologie [46,120, 123
III.5.3 Caractéristiques de la semence de chats tératozoospermiques et anomalies morphologiques les plus fréquentes
III.5.4 Capacitation et réaction acrosomiale in vitro
III.5.5 Bases moléculaires de la capacitation
III.5.6 Stabilité de l’ADN nucléaire
III.5.7 Anomalies hormonales associées
III.5.8 Tératozoospermie chez les grands félins sauvages
III.5.9 Comment s’affranchir de ce problème ?
IV.Conservation de la semence de chat
IV.1 Conditionnement
IV.1.1 Paramètre physicochimique de la dilution
IV.1.2 Choix d’un diluant
IV.1.2.i Milieu de Hancock et Gledhill
IV.1.2.ii Refrigeration medium test yolk buffer with gentamycin (Irvin Scientific)
IV.1.2.iii Ham’s F10
IV.1.2.iv Milieu Biggers Whitter witthingtam (BWW
IV.1.3 Additifs
IV.2 Conservation sans congélation
IV.2.1 Conservation à température ambiante [37,36]
IV.2.2 Conservation à 37°C
IV.2.3 Réfrigération
IV.3 Congélation
IV.3.1 Dommages cellulaires
IV.3.2 Additifs
IV.3.3 Traitements avant congélation
IV.3.4 Unités de congélation
IV.3.5 Vitesse de refroidissement
IV.3.6 Décongélation
IV.4 Caractéristiques de la semence après traitement
IV.4.1 Spermogramme
IV.4.2 Capacité à lier et à pénétrer la zone pellucide
IV.4.3 Capacitation
IV.4.4 Taux de fécondation et taux de gestation
IV.5 Dose fécondante nécessaire à l’insémination artificielle
Deuxième partie Etude expérimentale d’un protocole de prélèvement et de conservation de semence féline
I.Objectifs
II.Matériel et méthode
II.2 Animaux
II.3 Prélèvement du sperme
II.3.1 Protocole opératoire
II.3.1.i Cathétérisme urétral
II.3.1.ii Electro‐éjaculation
II.3.1.iii Flush épididymaire
II.3.2 Fréquence de prélèvement
II.4 Analyse du sperme
II.5 Conservation du sperme
II.5.1. Milieux de conservation
II.5.2 1ère dilution
II.5.3 Transport
II.5.4 Traitement pour améliorer la qualité de la semence la centrifugation
II.5.5 2ème dilution
II.5.6 Réfrigération
II.5.7 Conditionnement et congélation
II.5.8 Décongélation
III. Résultats
IV.Discussion
IV.1 Mauvaise qualité de la semence féline
IV.1.1 Tératospermie
IV.1.2 Contamination urinaire
IV.1.3 Mobilité
IV.1.4 Origine probable des mauvais résultats rencontrés
IV.2 Points faibles du protocole expérimental
IV.2.1 Spermogramme
IV.2.2 Vitesses de refroidissement
IV.2.3 Milieux de dilution
IV.3 Significativité des résultats
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
Annexes
Télécharger le rapport complet
