Soutenance mémoire
La photosynthèse
La photosynthèse est le processus biologique permettant aux orgarusmes autotrophes, tels que les algues, les plantes, certaines bactéries et cyanobactéries, de convertir l’énergie lumineuse en énergie chimique. Chlorella vulgaris appartient à la famille des Chlorophytes, son unique chloroplaste contient les chlorophylles (Chi) a et b, ainsi que les caroténoïdes comme pigments accessoires. C’est au sein du chloroplaste que l’appareil photosynthétique, comprenant le photo système 1 (PSI) et le photo système II (PSI!), est sollicité (Figure 1.5). Le PSII absorbe les photons dans une longueur d’onde maximale de 680 nm, générant un oxydant capable de séparer l’eau en proton (H+), en électrons et en oxygène (02) (Figure 1.5). Les électrons sont par la suite transférés par une série de transporteurs d’électrons vers le PSI, où des photons ont été absorbés sous une longueur d’onde maximale de 700 nm, afin de réduire la ferrédoxyne et la nicotinamide adénine dinucléotide phosphate (NADPH). Le NADPH, le CO2, ainsi que l’adénosine triphosphate (ATP) sont ensuite utilisés dans le cycle de Calvin pour la réduction du carbone nécessaire à la croissance cellulaire.
L’excès de carbone produit par la photosynthèse est conservé dans la cellule sous forme de glucides ou de lipide, selon la souche algale (Znab et al., 2012). Les organismes autotrophes dépendent directement de la performance de l’appareil photosynthétique pour la production de leur carbone organique. Certains herbicides sélectifs sont utilisés pour contrôler la végétation. Le 3-(3 :4-dichlorophenyl)-l: I-dimethyl urée (DCMU) par exemple, bloque la chaîne de transport des électrons dans le centre réactionnel du PSII (Gonen-Zurgil, 1996). De ce fait, la production d’oxygène est alors inhibée. Cependant, l’utilisation du carbone organique présent dans le milieu par les souches al gales n’est pas considérablement affectée par l’ajout de DCMU (Bourab et al., 2004). Une corrélation positive entre l’activité photo synthétique et le taux de croissance a été démontrée dans une étude de Belkoura et Dauta (1994). Aucune étude sur la performance photosynthétique ne semble complète sans résultats de fluorescence chlorophyllienne. Le test de fluorescence basé sur le rendement quantique maximum du PSII (FvlFm) est conçu pour comparer le taux de fluorescence maximale et minimale émis par la chlorophylle-a. Une valeur FvIFm se situant à 0,83 est maximale. Un résultat inférieur démontre généralement un stress végétal (Maxwell et Johnson, 2000). Cependant, les travaux de Belkoura et Dauta (1994) soulignent l’existence d’une inhibition plus ou moins prononcée de la capacité photosynthétique aux fortes intensités lumineuses.
L’intensité lumineuse
La lumière est la source d’énergie nécessaire à tous microorganismes photo synthétique et se situe parmi les facteurs environnementaux qui influencent le plus la croissance microalgale (Wahidin et al., 2013). L’ effet de l’augmentation de l’ intensité lumineuse sur la croissance microalgale peut être classifié en quatre phases : la phase de latence, la phase de limitation, la phase de saturation et la phase d’inhibition (Yeh et al. , 2010). Dans la majorité des cultures, la lumière est le facteur le plus limitant pour la croissance cellulaire. La relation entre l’ intensité lumineuse, la croissance autotrophique et l’ activité cellulaire est complexe. Un exemple typique de l’effet de l’intensité lumineuse sur la croissance autotrophique est montré à la figure 1.6. La diminution de la croissance ou de la concentration cellulaire quand la lumière est insuffisante est bien documentée (Ogbonna et Tanaka, 2000; Wahidin et al., 2013; Takeshita et al., 2014). Quand l’éclairement énergétique est insuffisante, la croissance algale se retrouve sous une condition de photolimitation. Dans cette situation, une augmentation de l’intensité lumineuse améliore la croissance al gale jusqu’ à l’ intensité lumineuse saturante.
La croissance microagale est inhibée quand l’ intensité lumineuse s’élève au-dessus du point de saturation photo synthétique. Dans la nature, l’intensité lumineuse est largement au-dessus de cette limite et peut inhiber la croissance algale pendant la majeure partie de la journée. Une quantité insuffisante de lumière peut donc mener à un taux de croissance plus faible. D’autre part, à une intensité lumineuse trop élevée, la photo inhibition devient un problème tout aussi important (Wahidin et al., 2013). Une intensité lumineuse naturelle d’environ 100 ~mol m-2 S_1 peut être observée durant une journée nuageuse, mais elle peut varier de 1 000 ~mol m-2 S_1 sous une météo modérée, à plus de 2000 ~mol m-2 S-1 sous un soleil direct au milieu de la saison estivale (Takeshita et al., 2014). Dépendamment de la localisation géographique de la culture et de la saison, le nombre d’heures par jour où l’intensité lumineuse est suffisamment élevée pour supporter la croissance algale peut être très court. De plus, une mauvaise météo prolongée (journées nuageuses consécutives) conduit souvent à un échec d’une culture si l’énergie solaire uniquement est utilisée. Intégrer une source de lumière artificielle permet de compenser l’énergie manquante et ainsi contourner le problème (Ogbonna et Tanaka, 2000).
Un vaste éventail d’ intensité lumineuse est observé dans la littérature (Tableau 1.2). Certaines études décrivent une culture sous une intensité lumineuse plus faible se situant entre 20 et 40 !lmol m-2 S_I (Safonova et al. , 2004; Sydney et al, 2010; Lv et al., 2010). Par contre, le potentiel de croissance n’est pas inhibé par une intensité lumineuse de 600 !lmol m-2 S-I pour trois espèces de chlorelle (Chlorella viscosa, Chlorella vulgaris, Chlorella sorokiniana). Au contraire, les résultats d’une étude de Takshita et al. (2014) démontrent que cultiver une souche de Chlorella à haute intensité lumineuse diminue le temps nécessaire pour atteindre la phase stationnaire de croissance. Selon cette même étude, la phase exponentielle de croissance a été atteinte quatre jours seulement après l’inoculation et les souches algales sont entrées en phase stationnaire dès la cinquième journée. Sous une intensité lumineuse de 100 !lmol m -2 S- I, environ le triple du temps (14 jours) est requis pour que la phase stationnaire soit observée. Par contre, Yeh et al. (2010) proposent une intensité lumineuse moins élevée, puisqu’à 18 W/m2 (82 !lmol m-2 S-I) une inhibition de la croissance est clairement observée dans leurs travaux pour une souche de Chlorella vulgaris.
De plus, ces mêmes auteurs proposent, pour des raisons économiques engendrées par les coûts énergétiques, une intensité lumineuse de 9 W/m2 (environ 40 !lmol m-2 S-I). Ces différents effets de l’intensité lumineuse peuvent être expliqués par l’utilisation de sources lumineuses variées qui affectent la croissance algale principalement à cause de la différence entre les longueurs d’onde émises par ces sources (Sargent et Taylor, 1972; Morais et Costa, 2007; Yeh et al., 2010). Le tube fluorescent est principalement utilisé dans les études (Safonova et al., 2004; Sydney et al, 2010; Jacobs-Lopees et al., 2010; Priscila et al., 2011 ; Hulatt et Thomas, 2011 ; Fernandes et al., 2013). Les diodes électroluminescentes (Fu et al., 2012; Elmography et Farag, 2012) ou même une combinaison des deux dernières sources (Tekshita et al., 2014) sont aussi des alternatives intéressantes. Par contre, pour une même source lumineuse, la configuration du récipient de culture (Yeh et al. , 2010; Dauta, 1982) la densité cellulaire (Raeesossadati, 2014; Dauta, 1982) et le régime lumineux (Ogbonna et Tanaka, 2000; Tekshita et al., 2014) sont des facteurs affectant non seulement la croissance algale, mais aussi la composition cellulaire.
Utilisation du carbone organique : Chez la majorité des espèces du genre Chlorella, le transport du glucose est basé sur l’ induction d’un système symport hexoselH+ (Komor et Tanner, 1973; Zheng et al., 2012). En laboratoire, Pribyl et al. (2012) ont obtenu des valeurs en productivité de 1 à 1,5 g L- I jour-l, un taux lipidique représentant jusqu’à 60 % de la biomasse sèche et une densité cellulaire de 7 à 12 g L-I pour une souche de Cholrella vulgarïs alimentée en glucose, sous un éclairage fluorescent blanc. Les résultats de Martinez et Orus (1991) démontrent que le taux de croissance d’une souche de Chlorella vulgaris supplémentée en glucose et sous une lumière de fluorescent blanc froid (3 ,16 ± 0,07 fI) avait dépassé celui des fioles sans glucose sous les mêmes conditions lumineuses (1 ,95 ± 0,09 fI), ou celui des cultures mis à l’obscurité avec glucose (1 ,90 ± 0,04 fI). Cela suggère que les fonctions photosynthétiques et respiratoires sont complémentaires et que la lumière est nécessaire pour atteindre le taux de croissance maximale de cette souche. La présence de glucose stimulerait la croissance, même en présence de 2 % de dioxyde de carbone, ce qui est considéré comme une démonstration selon laquelle, les cellules algales utilisent le glucose comme source de carbone supplémentaire (Martinez et Orus, 1991).
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Table des matières
REMERCIEMENTS
AVANT -PROPOS
RESUME
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES ABRÉVIATIONS
CHAPITRE 1 INTRODUCTION
1.1 Microalgues : source d’énergie
1.2 Culture algale
1.3 Mise en contexte industrielle
1.4 Problématique
1.5 Mode trophique
1.6 La photosynthèse
1.6.1 L’intensité lumineuse
1.6.2 L’assimilation du CO2
1.6.3 Utilisation du carbone organique
1.7 Problématique spécifique
1.8 Objectifs et approche expérimentale
1.8.1 Déterminer le mode trophique
1.8.2 Déterminer la concentration en CO2
1.8.3 Déterminer l’ intensité lumineuse
1.9 Originalité de la recherche
CHAPITRE II CHLORELLA SPP. CONSORTIUM UNDER DIFFERENT CUL TIV ATION CONDITIONS IN ALUMINIUM SMELTER WASTEWATER: EFFECTS ON GROWTH AND LIPIDS ACCUMULATION
Abstract
and methods
Microalgae-bacteria consortium and cultured medium
Culture conditions__
Determination of microalgae photosynthetic efficiency
Determination of microalgae biomass concentration and specific growth rate
Determination of microalgae lipid production
Statistical analysis
Results
Maximum photochemical efficiency of Photosystem II
Growth rate and lipid accumulation
Discussion
Conclusion
Acknowledgments
References
Tables
Figure legends
Figures
CHAPITRE III EFFECTS OF LIGHT INTENSITY AND USE OF CO2 AS CARBON SOURCE FOR CHLORELLA SPP. GROWTH IN INDUSTRIAL W ASTEW A TER
Abstract
Introduction
Material and methods
Microalgal strain and culture medium
Culture conditions
Microalgae photosynthetic efficiency
Microalgae cell density and productivity
Microalgae lipids accumulation
Statistical analysis
Results and discussion
Conclusion
Acknowledgments
References
Tables
Figure legends
CHAPITRE IV CONCLUSION
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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