Soutenance mémoire
Les bilharzioses ou schistosomoses sont des maladies parasitaires causées par des trématodes digènes de la famille des Schistosomatidae. Cette famille est composée d’une centaine d’espèces (Combes 1995) dont certaines ont une importance médicale et vétérinaire. Toutes les espèces de cette famille sont parasites de vertébrés homéothermes (Oiseaux et Mammifères), à l’exception de Griphobilharzia amoena (Platt et al. 1991), parasite du crocodile australien (vertébré poïkilotherme). La centaine d’espèces est regroupée dans 14 genres parmi lesquels se situe le genre Schistosoma. A la fin du XXème siècle, on dénombrait 19 espèces dans ce genre. Depuis, trois nouvelles espèces ont été décrites: S. ovuncatum au nord-ouest de la Thaïlande (Attwood et al. 2002a), S. guineensis en basse Guinée (Pagès et al. 2003) et S. kisumuensis dans le Lac Victoria au Kénya (Hanelt et al. 2009). Parmi les 22 espèces de Schistosoma décrites à ce jour, 8 espèces (36,36%) affectent environ 220 millions d’individus dans le monde (Steinmann et al. 2006). Les 22 espèces sont réparties en 4 groupes sur la base de la morphologie des œufs et en particulier la position de l’éperon, du genre du mollusque hôte intermédiaire et de la localisation géographique (Tableau 1): le groupe haematobium (9 espèces), le groupe indicum (4 espèces), le groupe japonicum (5 espèces) et le groupe mansoni (4 espèces).
Cependant, les analyses moléculaires ont permis de repositionner un certains nombre de taxa. Ainsi, les deux espèces S. edwardiense et S. hippopotami représentent actuellement un groupe à part entière et ne doivent plus être considérés dans le groupe mansoni (Morgan et al. 2003), S. incognitum sort du groupe indicum (Lockyer et al. 2003) et une espèce appartenant à un autre genre, Orientobilharzia turkestanicum, a finalement été positionnée au sein du genre Schistosoma (Lockyer et al. 2003).
Le cycle biologique de Schistosoma mansoni (Figure 1) est un cycle hétéroxène à deux hôtes obligatoires; l’hôte intermédiaire est un mollusque d’eau douce pulmoné, l’hôte définitif est un vertébré mammifère. Le cycle se déroule de la manière suivante: chez l’hôte intermédiaire, le parasite se multiplie de manière asexuée et produit en fin de développement des larves nageantes appelées cercaires. Les cercaires pénètrent de manière active à travers la peau et subissent un processus de développement qui aboutit à la formation des stades adultes mâle ou femelle. Les adultes s’accouplent dans les veines mésentériques et les œufs sont évacués vers l’extérieur via les fèces. En tombant dans l’eau, les œufs libèrent des larves nageantes ciliées appelées miracidiums. Ces larves n’ont que quelques heures pour infester le mollusque hôte intermédiaire dans lequel elles pénètrent de manière active. Une fois à l’intérieur du mollusque, le miracidium se transforme en un sporocyste primaire puis en sporocystes secondaires produisant des cercaires.
Le genre Schistosoma aurait une origine asiatique et aurait été suivie d’une dispersion en Afrique puis en Inde (Snyder & Loker 2000; Attwood et al. 2002b; Lockyer et al. 2003) et cette origine asiatique a été confirmée selon les données les plus récentes (Webster et al. 2006). Selon cette hypothèse, un ancêtre schistosome se serait donc dispersé en Afrique il y a environ 12 à 19 millions d’années, suite à une migration généralisée des mammifères depuis l’Asie. En Afrique, l’ancêtre aurait divergé et donné les espèces des groupes mansoni et haematobium ainsi que l’ancêtre des espèces du groupe indicum qui aurait postérieurement migré vers l’Inde probablement via les humains et leurs animaux. Enfin, l’espèce S. mansoni a été transférée très récemment en Amérique du Sud par les esclaves venus du continent africain (Després et al. 1993). Concernant les deux groupes de Schistosoma africains, ils seraient issus, par transferts latéraux, pour mansoni, d’un ancêtre schistosome ayant évolué chez des rongeurs et pour le groupe haematobium d’un ancêtre ayant évolué chez les ongulés (Combes 1990). Dans le groupe S. mansoni S. rodhaini, la séparation entre les deux espèces se serait produite il y a 5 à 7 millions d’années avec l’émergence des hominidés (Desprès et al. 1992). Concernant plus particulièrement l’espèce S. mansoni, une étude de la diversité génétique des populations de S. mansoni d’Afrique, de la péninsule arabique, de Madagascar, d’Amérique du Sud et des Caraïbes, utilisant un marqueur mitochondrial (COI) a montré une très forte diversité génétique mais également une forte structuration géographique globale et régionale (Morgan et al. 2005). Ces auteurs ont également montré l’origine est-africaine de l’espèce il y a 300 000 à 430000 ans. Une population du Dhofar était incluse dans ces analyses et s’est positionnée tout près de certaines des populations est-africaines, à la base du groupe des populations d’Afrique de l’Ouest, d’Amérique du Sud et des Caraïbes (Morgan et al. 2005). Cette position basale de la population omanaise rend essentielle l’étude de la diversité génétique des populations du Dhofar, Oman se situant entre l’Asie et l’Afrique.
Le Sultanat d’Oman héberge actuellement une seule espèce de schistosome, S. mansoni. Ce pays a un intérêt biogéographique particulier car il constitue la limite Est de la distribution actuelle de S. mansoni dans le monde. L’évolution des cas de schistosomose à S. mansoni chez l’Homme dans le Dhofar . Les premiers cas ont été découverts dans une ferme près de Salalah, capitale du Dhofar, au Sud du sultanat, à la fin des années 70 (Shaban 1995). D’autres cas importés ont été détectés chez des travailleurs d’origine africaine où la schistosomose est largement répandue (Soudan et Egypte) (Arfaa 1982) puis de nouveaux cas autochtones ont été diagnostiqués (Githaiga 1983). Cette situation a été prise très au sérieux par les autorités de la Santé et un programme intégré d’ampleur alliant molluscicides, traitement des populations et éducation à la santé a été mené au point qu’une campagne de diagnostic au début des années 1990 a montré que plus aucun œuf n’était détecté dans les selles des patients analysés (Idris et al. 1994). La maladie a alors été déclarée comme éradiquée (Scrimgeour et al. 1999). Cependant, une réémergence de la maladie s’est produite en fin d’année 1999 et au début de l’année 2000 où plusieurs nouveaux cas ont été détecté dont un cas de neuroschistosomose chez un très jeune garçon de 8 ans, n’ayant jamais voyagé à l’extérieur du Dhofar (Scrimgeour et al. 2001; Koul et al. 2002). La réémergence de la schistosomose à S. mansoni au Sultanat d’Oman et en particulier dans la région du Dhofar au sud du pays a ensuite été confirmée; les prévalences étaient de 1 à 13% en utilisant la méthode du Kato-Katz et de 3 à 43% avec la sérologie ELISA (Idris et al. 2003).
Dès que le phénomène de réémergence de la schistosomose dans le Dhofar a été connu, une collaboration scientifique regroupant le Ministère de la Santé d’Oman, l’Université Sultan Qaboos de Muscat (Oman) et l’UMR 5244 CNRS-EPHE-UPVD de l’Université Via Domitia de Perpignan a été mise en place dans le but de clarifier la situation épidémiologique dans le pays et notamment dans la région du Dhofar et de rechercher les causes possibles de cette réémergence. Une première étude a été menée concernant la répartition exacte du mollusque vecteur Biomphalaria pfeifferi ainsi que les prévalences naturelles d’infestation du mollusque par S. mansoni (Moné et al. 2003). Les auteurs ont pu montrer que B. pfeifferi était présent sur l’ensemble du Dhofar, notamment dans les trois principaux massifs, dans de nombreuses vallées et dans des sites soit naturels soit aménagés par l’Homme. Ces mêmes auteurs ont montré, pour la première fois, la présence de mollusques naturellement parasités, émetteurs de cercaires de S. mansoni avec des prévalences d’infestation chez le mollusque pouvant aller jusqu’à 8% (Moné et al. 2003). Par la suite, de nouveaux résultats surprenants ont été obtenus. Ainsi, l’analyse des profils d’émissions cercariennes de S. mansoni du Dhofar montre qu’il existe deux populations chronobiologiques différentes (Mouahid et al. 2006): une population dont le pic d’émission cercarienne se situe le jour et une autre dont le pic d’émission cercarienne est nocturne, pendant les premières heures de la nuit. Jusqu’à cette découverte, parmi toutes les espèces du genre Schistosoma, seule S. rodhaini possédait une émission cercarienne nocturne. Les résultats des analyses préliminaires de comparaison du fragment de gène COX1 entre quelques espèces de schistosomes, y compris S. rodhaini, et les deux populations chronobiologiques de schistosome d’Oman montrent que ces dernières sont toutes des populations de S. mansoni.
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Table des matières
Introduction générale
Chapitre 1: Matériel et méthodes
I. Matériel
II. Méthodes de parasitologie
A. Extraction des parasites
1. La population humaine
2. La population murine
B. Collecte et transport des mollusques
1. Collecte des mollusques
2. Examen parasitologique
3. Transport des mollusques
C. Maintien des cycles des parasites
1. Infestation des hôtes intermédiaires
2. Infestation des hôtes définitifs
D. Maintien des hôtes
1. Elevage des mollusques
2. Elevage des souris
E. Mesure des traits d’histoire de vie du mollusque
1. Croissance
2. Fécondité
3. Survie
F. Mesure des traits d’histoire de vie du parasite
1. Taux d’infestation
2. Période prépatente
3. Production cercarienne
III. Méthodes de Biologie moléculaire
A. Extraction d’ADN de mollusque
B. Réaction de polymérisation en chaine (PCR)
C. Electrophorèse
D. Analyse microsatellite
E. Séquençage
Chapitre 2: Analyse des données
I. Analyse des données de traits d’histoire de vie
A. Test de Student
B. Analyse univariée de la variance
C. Test F d’égalité des variances
D. Analyse de variance (ANOVA)
E. Post-hoc test de Tukey
F. Test de Mann-Whitney
G. Test de Kruskal-Wallis
H. Post-hoc test de Dunn
I. Fisher’s Exact test
J. Test du Khi-deux
K. Test de Logrank
L. Régression linéaire
M. Test de comparaison des pentes
N. Autocorrélation
O. Analyse en Composantes Principales (ACP)
II. Les analyses génétiques
A. Analyses de la diversité génétique
1. Paramètres de la diversité génétique
2. L’indice de fixation FIS
3. Taux d’autofécondation
4. Déséquilibre de liaison
5. Effectif efficace
6. Détection d’un goulot d’étranglement
B. Analyse de la différenciation génétique
1. L’indice de Fixation FST
2. Analyses des correspondances (ACP & AFC)
3. Dendrogramme
4. L’AMOVA (Analyse of MOlecular VAriance)
5. Les distances génétiques
6. Estimation du temps de divergence
7. Taux de migration
8. Isolement par la distance: le test de Mantel
Conclusion générale
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