L’homeostasie glucidique

L’HOMEOSTASIE GLUCIDIQUE

Généralités

Le glucose est la principale source d’énergie pour le corps humain. Assimilé par les cellules de l’ensemble des organes, il assure leur bon fonctionnement. Il permet de maintenir le corps actif en participant, entre autres, à la production d’ATP qui est la principale forme d’énergie directement utilisée par les cellules. Au cours d’une journée, la consommation corporelle en glucose varie selon les besoins énergétiques de base du corps et le niveau d’activité physique. Il existe donc une balance entre apports en glucides lors des repas et consommation du glucose par notre organisme. La concentration en glucose dans le sang, appelée glycémie, est toujours maintenue stable : entre 4 et 6 mmol/L environ, c’est ce que l’on nomme l’homéostasie glucidique. Notre organisme doit constamment détecter la glycémie et déclencher des mécanismes aboutissant à son réajustement. Il existe en effet, une régulation fine et constante de la glycémie, opérée par différents organes. Une dérégulation de la glycémie peut entrainer le développement de pathologies métaboliques telles que le diabète. La régulation de la glycémie se fait grâce à des cellules captant le glucose, appelées « glucostats» et via une communication faisant intervenir des messages métaboliques, nerveux et endocriniens (Figure 1) [1].

En période postprandiale, le glucose est assimilé puis stocké par des organes tels que le foie, les muscles et le tissu adipeux. Inversement, en période de jeûne, l’organisme se tourne vers les réserves de glucose, principalement présentes dans le foie sous forme de glycogène. Lorsque ces réserves de glycogène sont épuisées, le glucose est alors produit par néoglucogénèse à partir de composés non glucidiques. Les différents mécanismes de mise en réserve de glucose sont principalement orchestrés par l’action de l’insuline, seule hormone hypoglycémiante de l’organisme qui est sécrétée par les cellules bêta du pancréas endocrine au niveau de groupes de cellules formant les « îlots de Langerhans ». Les cellules bêta produisant l’insuline constituent entre 50 et 80 % des cellules totales des îlots de Langerhans. Outre une variation liée à l’espèce, cette masse varie en fonction de changements physiologiques survenant au cours du développement prénatal et postnatal. Durant la vie embryonnaire et jusqu’au sevrage, l’acquisition d’une masse adéquate de cellules bêta et d’une bonne sécrétion d’insuline est indispensable à l’équilibre glucidique à l’âge adulte. Cette masse de cellules bêta peut par la suite être soumise à différents remodelages notamment lors de changements physiologiques, par exemple dans le cas de la grossesse, ou au cours de cas pro pathologiques, tels que l’obésité et aussi pathologiques, comme le diabète. C’est pourquoi la compréhension des mécanismes mis en jeu lors du développement et du maintien de cette masse dans différentes conditions physiologiques et physiopathologiques suscite actuellement de nombreuses recherches. [1], [2]. (Figure 2).

La cellule bêta pancréatique

Les îlots de Langerhans

Le pancréas est une glande annexe du tube digestif située derrière l’estomac. Il se divise en 4 parties : la tête, l’isthme, le corps et la queue allant du duodénum à la rate. Le pancréas est composé de deux principaux tissus, le tissu dit exocrine et le tissu dit endocrine, ce qui en fait une glande amphicrine. Le pancréas exocrine représente plus de 98% de la masse totale du pancréas et est constitué de cellules sécrétant des enzymes déversées dans le duodénum et participant à la digestion comme l’amylase, la lipase et le trypsinogène. Le pancréas endocrine représente 1 à 2 % de la masse totale du pancréas. Il se présente sous forme d’amas de cellules regroupées, constituant une unité fonctionnelle appelée « îlot de Langerhans ». Ces amas de cellules sécrètent des hormones dites pancréatiques essentielles pour le maintien de l’homéostasie glucidique. Ces îlots de Langerhans sont constitués de différents types cellulaires. Parmi ces cellules, on retrouve principalement les cellules bêta qui sécrètent de l’insuline, seule hormone hypoglycémiante du corps et les cellules alpha qui sécrètent du glucagon, hormone hyperglycémiante. Les îlots de Langerhans contiennent également des cellules PP, delta et epsilon sécrétant respectivement le polypeptide pancréatique (PP), la somatostatine et la ghréline. Des nerfs sympathiques ainsi que parasympathiques et une forte vascularisation permettent le contrôle neuro-hormonal des différents groupes cellulaires constituants les îlots de Langerhans. La structuration de l’îlot de Langerhans en termes de pourcentages des différents types cellulaires qui le compose et d’organisation de ses types cellulaires à l’intérieur de l’îlot est très variable selon l’espèce étudiée. Chez l’humain, il a été montré que la masse de cellules bêta représente environ 50 % de la masse totale de l’îlot quand la masse de cellules alpha représente elle environ 30%. Chez l’humain, la répartition des différents types cellulaires au sein de l’îlot de Langerhans est assez variable. Chez les rongeurs, les cellules bêta, représentant environ 80% de l’îlot, sont principalement situées au centre de l’îlot et les cellules alpha, représentant environ 7% de l’îlot, sont quant à elles situées principalement en périphérie. (Figure 3). [3], [4].

Chaque hormone sécrétée par le pancréas endocrine a un rôle précis à jouer dans la régulation de l’homéostasie glucidique. Le glucagon augmente la glycémie tandis que l’insuline la diminue. La somatostatine a, elle, un rôle paracrine de régulation de la sécrétion du glucagon et de l’insuline. Le PP est sécrété en période post-prandiale [5]. Il n’a pas de rôle actuellement bien défini dans la régulation de la glycémie, il a été montré comme étant impliqué dans la régulation de la sécrétion pancréatique endocrine et exocrine [5]. Le rôle de la somatostatine n’est pas clair, il a été montré qu’elle avait un effet inhibiteur sur la sécrétion d’insuline, de glucagon, du PP et d’elle-même [6]. Chez des souris déficientes pour la somatostatine, la sécrétion d’insuline et de glucagon en réponse à différents stimuli est augmentée [7]. La sécrétion de la ghréline et du glucagon est stimulée par une hypoglycémie [8], [9]. En revanche, leur sécrétion est inhibée par une hyperglycémie et par l’insuline. La sécrétion du glucagon est inhibée par une forte concentration en glucose mais aussi par l’insuline, le GABA et la somatostatine ainsi que par d’autres nutriments [9]. Inversement une faible concentration de glucose augmente la sécrétion du glucagon [9].

Production et sécrétion de l’insuline

La cellule bêta pancréatique détecte le taux de glucose dans le sang et a pour fonction principale la sécrétion de l’insuline. C’est au XXème siècle qu’a été mise en évidence l’existence d’une substance sécrétée par le pancréas et impliquée dans la régulation de la glycémie. Puis, c’est en 1921 que les canadiens Banting et Best ont réussi à isoler l’insuline qui sera par la suite utilisée chez l’homme en tant que traitement dans la pathologie du diabète de type 1 [10]. La régulation de la production d’insuline et de sa sécrétion est ajustée à toute heure de la journée via des interactions métaboliques et des signalisations très précises. L’insuline est sécrétée en réponse à différents stimuli dont le principal est le glucose. Mais des hormones telles que le GLP-1, la prolactine, la GH, la leptine ou encore des acides aminés, des acides gras, ainsi que le système nerveux parasympathique peuvent aussi moduler et induire son expression et sa sécrétion [11]. Chez l’humain, le gène codant l’insuline se situe au niveau du chromosome 11. Chez les rongeurs, deux gènes codent l’insuline, les gènes Ins1 et Ins2, se situant respectivement sur les chromosomes 19 et 7 chez la souris et sur le chromosome 1 chez le rat. La transcription du gène de l’insuline donne naissance à la pré-proinsuline, qui, suite à l’action d’enzymes, se transforme en pro-insuline. Au cours de sa maturation dans les granules cytoplasmiques et sous l’action d’endopéptidases la pro-insuline produit l’insuline et le peptide C (Figure 4). Ces derniers seront ensuite libérés de la cellule bêta par exocytose (Figure 4).

Le mécanisme déclencheur de l’expression et de la sécrétion d’insuline est l’entrée du glucose dans la cellule bêta via les transporteurs GLUT-1 pour l’homme et GLUT-2 pour les rongeurs. Le glucose est phosphorylé dans la cellule en glucose-6- phosphate, premier métabolite formé permettant l’entrée dans la glycolyse, le cycle de Krebs et la chaine respiratoire oxydative, permettant la production d’énergie sous forme d’ATP. Suite à cela, l’ATP induit la fermeture des canaux potassiques menant à une dépolarisation de la membrane plasmique ainsi qu’à l’ouverture des canaux calciques dépendants du voltage. Cela entraine une augmentation du Ca2+ intracellulaire qui déclenche finalement l’exocytose des granules de sécrétion contenant l’insuline [11] (Figure 5). La sécrétion de l’insuline en réponse au glucose est aussi provoquée par un mécanisme indépendant des canaux potassium dépendants de l’ATP, possiblement impliquant le NADP(H), le GTP, des radicaux libres, le malonylcoA, le long-chain acyl-COA et le glutamate [13], [14].

Une fois sécrétée, l’insuline agit principalement sur le foie, les muscles et le tissu adipeux via son récepteur où de façon générale elle favorise la captation et le stockage du glucose sous forme de glycogène et de lipides. Dans les cellules hépatiques et musculaires, l’insuline stimule la glycogenèse et le stockage du glucose sous forme de glycogène. Dans ces mêmes cellules, elle inhibe aussi la glycogénolyse, c’est-à-dire la formation de glucose à partir du glycogène. D’autre part, elle limite la gluconéogenèse dans le foie et le rein qui est à l’origine de la formation du glucose à partir de lipides et des acides aminés. Au niveau du tissu adipeux, elle inhibe la lipolyse limitant ainsi la libération d’acides gras et de glycérol. De même, concernant les protéines, l’insuline augmente l’assimilation des acides aminés par les hépatocytes et les cellules musculaires, elle stimule la synthèse protéique et inhibe la protéolyse. [15].

Développement de la masse fonctionnelle des cellules bêta pancréatiques

Embryogenèse et développement du pancréas endocrine

Les étapes de l’embryogénèse du pancréas ont principalement été mises en évidence par des études effectuées chez les rongeurs du fait de la difficulté d’étudier ces mécanismes chez l’homme. Les différentes étapes décrites ci-dessous sont principalement celles retrouvées chez les rongeurs. L’initiation du développement du pancréas se fait sous l’influence de la notochorde. Chez les rongeurs, à 8.5 jours embryonnaires (E8.5) se forme l’ébauche du pancréas, mise en évidence par l’expression du facteur de transcription Ptf1a, très rapidement suivi par l’expression du facteur Pdx1 [16]. Chez l’humain, l’expression de Pdx1 est détectée à E.30 [17]. Ce mécanisme s’effectue via deux ébauches embryonnaires bourgeonnant de l’endoderme situé au niveau de la boucle duodénale. Un bourgeon prolifère depuis le versant dorsal du duodénum. Il est nommé bourgeon pancréatique dorsal et se développe à proximité de la rate. Un autre bourgeon prolifère depuis le conduit cholédoque sous l’ébauche hépatique, il est appelé bourgeon pancréatique ventral. Chez les rongeurs à E14.5 l’estomac exerce une rotation de 90 degrés, le pancréas ventral migre alors autour du duodénum se reliant ainsi au pancréas dorsal. Le conduit d’évacuation du pancréas dorsal fusionne avec celui du ventral pour former le conduit pancréatique principal, aussi appelé canal de Wirsung. Ce dernier s’unit au conduit cholédoque et s’abouche dans la papille duodénale majeure. Il arrive que le canal du pancréas dorsal persiste, on l’appelle alors canal de Santorini. Ainsi la queue et le corps correspondent au pancréas dorsal, l’uncinatus et la tête au pancréas ventral. [16], [17]. Les facteurs orchestrant ce développement embryonnaire sont des facteurs tels que: Activin, Notch, FGF, BMP, RA, Wnt et β cathénine. Les signalisations du développement embryonnaire induisent l’expression de marqueurs pancréatiques.

Le pancréas endocrine commence son développement à partir de cellules progénitrices multipotentes dès E8.5 chez les rongeurs et à 7 semaines de gestation chez l’homme. Ces dernières sont à l’origine des cellules acinaires et endocrines. Le nombre de progéniteurs pancréatiques est important, permettant d’acquérir une masse de cellules bêta suffisante pour répondre aux besoins en insuline de l’organisme au cours de la vie [18]. Les études sur des lignées murines transgéniques surexprimant les facteurs Notch et neurogenine 3 (ngn3) montrent que ces derniers sont indispensables à l’induction de la différenciation en cellule acinaire ou endocrine [19]. La signalisation induite par Notch est responsable de la lignée de cellules acinaires tandis que les cellules n’induisant pas cette voie de signalisation se différencieront en cellules endocrines [19] (Figure 6). Par la suite, les précurseurs endocriniens se différencient en cellules spécialisées, ces différentes cellules sécrétant une hormone qui leur est spécifique. C’est au stade E14.5 chez le rat que chaque type cellulaire constituant le pancréas endocrine est finalement défini via l’expression de gènes cibles de la neurogenine 3, les principaux étant : Pax4 pour les cellules bêta et delta et Arx pour les cellules alpha et PP, Pax4 et Arx ayant des rôles antagonistes [20]–[22]. La différenciation des cellules epsilon se fait aussi à partir des cellules exprimant la neurogenine 3 mais elle est indépendante des facteurs Arx et Pax4. Puis l’expression d’autres facteurs tels que, mafA, Sox9, Hnf1β, Gata4/6, Hnf6, Nkx2.2, nkx6.1 et isl1 permettent la différenciation complète en cellules endocrines spécialisées. De nombreux modèles « knock-out » pour ces différents gènes ont permis de mettre en évidence leurs rôles précis dans le bon lignage cellulaire du pancréas endocrine. [23]. (Figure 6). Il est important de noter que les étapes de différenciation sont régulées par l’expression temporelle de certains facteurs de transcription. Pour exemple, la voie Notch est réactivée transitoirement dans la lignée endocrine et l’expression précoce du facteur ngn3 donne des cellules alpha alors que son expression tardive donne naissance à des cellules bêta [24]. Une fois formé, le pool de cellules bêta va s’étendre et acquérir ses fonctions. Chez les rongeurs cette expansion commence vers le 14ème jour embryonnaire. [25]

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Table des matières

INTRODUCTION
I. L’HOMEOSTASIE GLUCIDIQUE
A. GENERALITES
B. LA CELLULE BETA PANCREATIQUE
1. Les îlots de Langerhans
2. Production et sécrétion de l’insuline
C. DEVELOPPEMENT DE LA MASSE FONCTIONNELLE DES CELLULES BETA PANCREATIQUES
1. Embryogenèse et développement du pancréas endocrine
2. Développement postnatal de la masse de cellules bêta pancréatiques
3. Rôle des acteurs du cycle cellulaire dans l’expansion de la masse des cellules bêta pancréatiques
4. Acquisition d’une masse de cellule bêta fonctionnelle : la gluco-compétence
D. EXPANSION DE LA MASSE DES CELLULES BETA PANCREATIQUES DANS LA GROSSESSE ET L’OBESITE
II. PLASTICITE DE LA MASSE FONCTIONNELLE DES CELLULES BETA PANCREATIQUES DANS LE DIABETE
A. DIABETE : DEFINITION
1. Le diabète de type 1
2. Les autres formes de diabètes
3. Le diabète gestationnel
B. LE DIABETE DE TYPE 2
1. Augmentation de la masse et de la fonction des cellules béta en réponse à l’insulino- résistance due à l’obésité
2. Perte de la sécrétion de l’insuline et de la masse des cellules béta : environnement diabétogène
a. Le stress oxydatif
b. L’inflammation
c. Le stress du réticulum endoplasmique dans la cellule bêta pancréatique.
d. Rôle des LDL-oxydées dans le dysfonctionnement de la cellule bêta pancréatique
C. THERAPIE ACTUELLE DU DIABETE DE TYPE 2
III. ROLE DES SERINE-THREONINE KINASES (STKS) DANS LE CONTROLE DE LA FONCTION ET DE LA MASSE DES CELLULES BETA PANCREATIQUES
A. GENERALITES
B. LES MAPKS
1. La famille des MAPKs
2. Rôles dans la cellule bêta
a. ERK1/2
b. P38
C. JNKS
1. Caractéristiques des différentes JNKs
2. Mécanisme d’activation et cibles des JNKs dans un contexte d’insulino-résistance
3. Les JNKs et la cellule bêta pancréatique
4. Focus sur l’isoforme JNK3
D. MAP3K12 (DLK)
OBJECTIFS
I. ROLE DES STKS DANS LE DEVELOPPEMENT DE LA MASSE DES CELLULES BETA PANCREATIQUES
II. ROLE DES SERINE-THREONINE KINASES DANS L’EFFET DELETERE DE FACTEURS DIABETOGENES SUR LA CELLULE BETA PANCREATIQUE
MATERIELS ET METHODES
I. MODELES UTILISES
A. ILOTS DE LANGERHANS
B. LIGNEES CELLULAIRES
C. TRANSFECTION DES CELLULES
D. TRAITEMENT
E. TEST DE SECRETION D’INSULINE
II. ANALYSE DU NIVEAU D’EXPRESSION GENIQUE
A. EXTRACTION ET DOSAGE DES ARN
B. RETROTRANSCRIPTION
C. PCR QUANTITATIVE
D. QUANTIFICATION
III. ANALYSE DES PROTEINES
A. TECHNOLOGIE DU PAMGENE
B. TECHNIQUE IMMUNOLOGIQUE
1. Immunohistochimie
2. Test de prolifération : Ki67
3. Technique du TUNEL
4. Technique du western blot
a. Extraction des protéines totales
b. Dosage protéique
c. Immunoprécipitation
d. Western Blot
RESULTATS
I. ETUDE DU ROLE DES SERINE-THREONINE KINASES DANS LE DEVELOPPEMENT ET LE MAINTIEN DE LA MASSE DE CELLULES BETA PANCREATIQUES
A. CONTEXTE GENERAL DE L’ETUDE
B. ROLE DE LA DUAL LEUCINE ZIPPER KINASE, DLK, DANS LE DEVELOPPEMENT POSTNATAL
1. Expression de DLK dans les îlots pancréatiques en période postnatale
2. Rôle de DLK dans la prolifération et l’apoptose des cellules bêta pancréatiques en période postnatale
3. Etude de l’effet de DLK sur un modèle de souris invalidées pour le gène Dlk
4. Etude du rôle de DLK dans la sécrétion d’insuline par les cellules bêta immatures
C. ETUDE DE LA SIGNALISATION DE DLK EN PERIODE POSTNATALE : ROLE DE JNK3
1. Identification des sérine-thréonine kinases activées dans des îlots de rats nouveaux nés
2. Etude de l’implication de JNK3
D. ETUDE DE L’EXPRESSION DE DLK DANS DES MODELES DE COMPENSATION DE LA CELLULE BETA PANCREATIQUE
E. REGULATION DE L’EXPRESSION DE DLK DANS DES ILOTS PANCREATIQUES
F. CONCLUSION
II. ETUDE DE L’EFFET DES LIPOPROTEINES MODIFIEES SUR LE DYSFONCTIONNEMENT DES CELLULES BETA PANCREATIQUES
A. CONTEXTE GENERAL DE L’ETUDE
B. ETUDE DU ROLE DU STRESS DU RE DANS LES EFFETS DES LDL-OXYDEES SUR LA CELLULE BETA
C. ETUDE DE L’IMPLICATION D’ICER
D. ETUDE DE L’IMPLICATION DU STRESS OXYDATIF
E. CONCLUSION
DISCUSSION
CONCLUSION

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