Les principaux parasites du hérisson d’Europe

Les siphonaptères du hérisson

Les principaux parasites du hérisson d’Europe

Arthropodes

Insectes : Archaeopsylla erinacei et autres siphonaptères parasites du hérisson d’Europe

Généralités sur les siphonaptères du hérisson d’Europe
Les puces font partie de l’ordre des Siphonaptera. Le hérisson est connu pour héberger de nombreuses puces. Un même animal peut présenter plusieurs espèces, parfois simultanément. Il en possède même une à son nom : Archaeopsylla erinacei. Les adultes vivent préférentiellement sur les membres antérieurs, leou,c la tête, le torse et le ventre tandis que leurs larves se trouvent dans le nid du hérisson. Ces dernières se nourrissent de débris organiques, notamment des excréments des puces adultes et ne sont donc pas des parasites stricto sensu.

Espèces de siphonaptères parasites du hérisson d’Europe
La principale puce du hérisson se nomme Archaeopsylla erinacei (Séguy, 1944 ; Baker et Mulcahy, 1986 ; Schütze, 1980 ; Carlson, 1990 ; Key mer et al., 1991 ; Visser et al., 2001 ; Beck et al., 2005 ; Clark, 2006 ; Fisher et al., 2007). Elle est aussi appelée « puce du hérisson ». Archaeopsylla erinacei fait partie de la famille des Pulicidae, de la sous-famille des Pulicinae et du genre Archaeopsylla (Séguy, 1944).
Moins couramment, le hérisson peut être infesté pard’autres espèces de puces répertoriées dans le tableau 6.
Tableau 6. Autres espèces de siphonaptères retrouvées chez E. europaeus

Description et critères d’identification de Archaeopsylla erinacei
D’après Bussiéras et Chermette (1991b), les siphonaptères sont des insectes ptérygotes holométaboles aptères, possédant des pièces buccales de type piqueur, un corps aplati latéralement, des pattes P3 adaptées au saut. Leurmorphologie particulière leur permet un déplacement facilité entre les poils et piquants de leur hôte. Ce sont des insectes hématophages de petite taille (0,8-6 mm), dont les larves sont eucéphales, éruciformes et apodes (Séguy, 1944).
– Pulicidae : Siphonaptères dont les hanches III présentent quelques petites épines sur la face interne.
– Pulicinae : Pulicidae dont les massues antennaires sont non symétriques, avec un article basal dilaté et foliacé.
– Archaeopsylla : Pulicinae présentant une cténidie pronotale avec huit dentsau plus.
– Archaeopsylla erinacei : La tête possède deux épines coniques isolées dehaquec coté. La cténédie pronotale est formée de 2 à 8 épines peuerrées. Sa tête est aussi longue que large au niveau de l’œil, présente une petite épine conique isolée à l’extrémité postérieure de la fossette antennaire ainsi que des yeux bien développés (figure 9). Sur l’abdomen, les sternites II et VI ont 1 à 2 chètes couchées. Mâles et femelles adultes mesurent 1,8 à 2,5 mm et 2,7 à 3 mm respectivement (Séguy, 1944).

Cycle évolutifd’Archaeopsylla erinacei
Archeopsylla erinacei est une puce à cycle monoxène. Les adultes vivent sur le hérisson. Les femelles pondent des œufs, qui tombent dans l’envir onnement de l’espèce hôte, en particulier son nid. Ils éclosent en 3 à 10 jours en fonction de la température ambiante. Après deux mues, elles s’entourent d’un cocon et commencent leur métamorphose. La nymphe ainsi formée reste dans son cocon jusqu’à ce que les conditions soient favorables à son éclosion (Séguy, 1944).

Méthodes de mise en évidence des siphonaptères
Un examen visuel sur animal vigile permet de mettre en évidence les puces présentes sur le dos de l’animal, et sur d’autres parties du corps s i celui-ci s’avère coopératif. Une anesthésie gazeuse à l’isoflurane permet d’examiner l’animal d ans son entier et facilite la récolte des adultes.
On peut recueillir l’ensemble des puces en parcourant les poils et les piquants du hérisson. Elles sont plus nombreuses dans les zones que l’hôt e ne peut gratter. Pour les identifier, il faut les capturer sans les altérer, au moyen d’un petit tube, avec un pinceau mouillé ou une pince dont les branches sont enveloppées de coton. On peut les conserver vivantes plusieurs jours dans des petits tubes secs (Séguy, 1944), ou les fixer pour une durée plus longue dans de l’alcool à 70 %.

Prévalence des siphonaptères du hérisson d’Europe
La prévalence des puces est très élevée chez le hérisson. Baker et Mulcahy (1986) ont étudié les puces présentes sur 18 hérissons en Irlande, entoutes saisons sauf l’hiver. Tous hébergeaient des puces : entre 15 et 119 spécimens(moyenne = 57), pour un total de 1025 puces. Les hérissons prélevés en milieu suburbain résentaientp davantage de puces (moyenne = 73, n = 12) que les hérissons examinés ne milieu rural (moyenne = 25, n = 6). Toutes les puces appartenaient à l’espèce Archaeopsylla erinacei sauf une (Ctenophtalmus nobilus). Il est fréquent de dénombrer plus de cents pucespar hérisson en été en Grande Bretagne (Bexton et Robinson, 2003).
Visser et al. (2001) ont étudié 481 puces prélevées en Allemagnesur 76 hérissons. Archaeopsylla erinacei était présente sur 92 % des mammifères de l’échantillon, loin devant Ctenocephalides felis (12 hérissons soit 16 % des hérissons) ouCeratophyllus gallinae isolée sur un seul animal. Une co-infestation par plusieurs espèces de puces peut exister : dans cette étude, cinq hérissons (6 %) présentaient une infestation à la fois par Archaeopsylla erinacei et Ctenocephalides felis. Une poly-infestation réunissant les 3 espèces de iphonaptères précitées a été observée sur un seul hérisson de l’échantillo(1 %).

Pouvoir pathogène d’A. erinacei
L’infestation massive par A. erinacei provoque prurit, faiblesse et une anémie parfois mortelle (Fisher et al., 2007). Saupe (1988) a comptabilisé jusqu’à 982 puces sur un jeune hérisson en Allemagne.
Archaeopsylla erinacei semble être un vecteur deRickettsia felis, bactérie responsable de rickettsioses (Gilles et al., 2008). On ne sait pas si le hérisson est sensibleà l’infection par la Rickettsie ou s’il est porteur sain.

Potentiel zoonotique d’A. erinacei
Archaeopsylla erinacei infeste rarement les êtres humains. Les personnestouchées sont celles en contact fréquent avecE. europaeus (Bork et al.,1987, Beck et Clark, 1997).

Insectes : les diptères parasites du hérisson d’Europe

Généralités sur les diptères du hérisson d’Europe
Une myiase est l’infestation des organes ou tissus d’un animal hôte par les stades larvaires de diptères. La larve se nourrit directement des tissus vivants ou nécrotiques de l’hôte. Chez le hérisson, les plaies cutanées ou profondes anciennes sont souvent compliquées d’une myiase.

Espèces de diptères parasites d’E. europaeus
Calliphora vicina, Lucilia illustris, L. ampullacea, L caesar, et Helicophagella melanura sont des espèces de diptères provoquant des myiases chezE. europaeus décrites au Danemark ou en Allemagne (Nielsen et al., 1978 ; Saupe, 1988).

Description et critères d’identification des diptères du hérisson d’Europe
Les œufs de diptères, jaunes pâles, sont rassemblés en grappes collant aux poils ou aux piquants du hérisson. L’observation directe de larves de diptères ne permet pas de différencier les espèces en raison de différences morphologiquesminimes. Pour une identification précise, les larves peuvent être confiées à un laboratoire ed parasitologie, mises en culture, et identifiées lorsqu’elles ont atteint l’âge adulte (Wall et Shearer, 2001). La figure 10 présente l’anatomie d’une larve de diptère de stade 3.
Figure 10. Anatomie d’une larve de diptère de stade3
(a) : Vue latérale
(b) : Section transverse de la tête et de la bouche
(c) : Squelette céphalopharyngien

Cycle évolutif des diptères
La plupart des myiases débutent par la ponte d’un grand nombre d’œufs (diptères ovipares), ou plus rarement de larves (diptères vivipares), soit directement sur l’hôte, soit sur la végétation, à un endroit où le hérisson peut se frotter en passant. Le stade « œuf » est généralement bref. Il éclot en moins de 48 h (Carlson, 1990) pour produire un asticot qui passera ensuite par trois stades larvaires. La larve de stade 3 entre dans une phase de déplacement quand elle a fini de s’alimenter. Elle est blanche, épaisse, et mesure 1 cm. Elle quitte l’hôte et part à la recherche d’un lieu pour se transformer en pupe, habituellement enfouie dans le sol. L’adulte prend son envol après la pupaison. Les femelles des Calliphoridae et des Sarcophagidae sont anautogènes, c’est-à-dire qu’elles ont besoin , pour amener leurs œufs à maturité, d’un apport de protéi nes qu’elles trouvent généralement dans la consommation de cadavres (Wall et Shearer, 2001).

Méthodes de mise en évidence des larves de diptères
Les œufs et larves de diptères situées sur le dos du hérisson sont souvent visibles à l’œil nu par un simple examen clinique du hérisson (figure 11). Un examen très minutieux, en particulier pendant les mois chauds, sous anesthésie générale facilite leur recherche dans les zones non visibles lorsque l’animal est en boule, ou au fond des plaies ou des orifices naturels (Bexton et Robinson, 2003).
Figure 11. Observation macroscopique d’une myiase sur un hérisson blessé

Prévalence des myiases
Dans une étude de Bunnel (2001) incluant 168 hérissons pris en charge dans un centre de soins en Angleterre, 2 % des individus présentaientune myiase.

Pouvoir pathogène des agents de myiase
Les effets directs des agents de myiase varient fortement selon les espèces, le nombre de larves et le site d’infestation. Le plus souvent les infestations par un faible nombre de larves n’ont pas ou peu d’effet sur l’hôte. Les atteintes plus importantes provoquent des irritations, une gêne ou un prurit (Carlson, 1990), conduisant à une baisse de l’ingestion, une perte de poids, une perte de fertilité et une baisse de l’état général. Une odeur caractéristique particulièrement désagréable est généralement perceptible (Bexton et Robinson, 2003). Les infestations les plus graves peuvent provoquer rapidement la mort de l’hôte par des dommages tissulaires directs, des hémorragies, des sur- infections bactériennes, une déshydratation ou une toxémie. Parfois, la réponseimmunitaire de l’hôte est excessive et conduit à un choc anaphylactique. Les myiases sont souvent localisées au niveau des plaies, des yeux, des narines, de la bouche et des oreilles (Schütze, 1980), ainsi qu’au niveau des orifices naturels comme l’anus et les orifices génitaux (Bexton et Robinson, 2003 ; observation personnelle).

Acariens Ixodidae parasites du hérisson d’Europe : P. hexagonus et I. ricinus

Généralités sur les tiques du hérisson d’Europe
Les tiques dures sont des acariens hématophages de grande dimension (2 à 10 mm) qui infestent couramment le hérisson d’Europe. Plus d’une centaine de tiques peuvent infester un même individu. Les larves, les nymphes et les adultes sont des stades parasitaires du hérisson. Les larves possèdent 6 pattes contre 8 chez les nymphes et les adultes (Mehlhorn H., 2001).

Espèces d’Ixodidae parasites d’E. europaeus
Les deux principales tiques du hérisson sont des Ixodidae : Pholeoixodes hexagonus anciennement dénomméeIxodes hexagonus (Schütze, 1980 ; Carlson, 1990 ; Keymer et al., 1991 ; Skuballa et al,. 2007) et Ixodes ricinus (Schütze, 1980 ; Carlson, 1990 ; Skuballa et al., 2007).
Pholeoixodes hexagonus LEACH, 1815, appelée « tique du hérisson » possèdeune forte spécificité d’hôte. Ixodes ricinus LINNAEUS, 1758, appelée tique du mouton est une tique non spécifique.
D’autres espèces de tiques ont été décrites chez lehérisson d’Europe : – Haemaphysalis longicornis (Tenquist et Charleston, 2001), Ixodes trianguliceps (Walter, 1981, Bexton et Robinson, 2003), Dermacentor reticulatus, D. sinicus, Haemaphysalis concinna, H. punctata, H. numidiana, Rhipicephalus bursa et R. sanguineus (Pfäffle, 2010).

Cycle évolutif desIxodidae
Les cycles évolutifs de P. hexagonus et d’ I. ricinus présentent, sans compter l’œuf, 3 stades : larve, nymphe et adulte. Chacun de ces stades prend un repas sanguin qui lui permet de se développer jusqu’au stade suivant, ou, pour la femelle adulte, de pondre des œufs. Les mâles ne prennent pas de repas sanguin, sauf si leurs réserves énergétiques sont épuisées.
L’ensemble du cycle évolutif dure 2 à 4 ans. Les tiques adultes se fixent entre les piquants et sont souvent isolées, alors que les stades larvaires se fixent majoritairement en nombre, là où la peau est la plus fine (pourtour des yeux, oreilles, pattes, région anale, pénis) (Carlson, 1990).

Cycle évolutif deP. hexagonus
P. hexagonus est une tique endophile monotrope triphasique vivant sur les espèces nidicoles (Toutoungi et al., 1995). Elle est relativement spécifique deE. erinaceus (Pfäffle et al., 2009) et peut prendre tous ses repas sanguins sur cette espèce (figure 14, le hérisson peut occuper la place du premier, du deuxième et/ou du troisième hôte), bien qu’on la retrouve aussi chez des mustélidés Mustela( furo, Mustela erminea, Putorius putoris, Mustela nivalis, Martes foina), et plus rarement sur d’autres carnivores ( Vulpes vulpes, Felis silvestris catus, Canis lupus familiaris), des cervidés (Capreolus capreolus), ou même l’homme (Liebisch and Walter, 1986). Le repas des larves dure 3 à 4 jours. Ensuit e, elles quittent leur hôte et muent au bout de 23 à 60 jours. Le repas des nymphes dure 5 à 7 j ours. Ensuite elles quittent leur hôte. La mue prend alors 32 à 77 jours. (Pfäffle, 2010). Le repas des femelles dure 6 à 15 jours (Toutoungi et al., 1995). Une femelle pond entre 250 et 1500 œufs, su r une durée de 19 à 32 jours. Elles sont capables de parthénogenèse et environ 1 % des œufs non fécondés sont viables (Toutoungi et al., 1995).
Figure 14.Cycle évolutif d’une tique triphasique, par exemple P. hexagonus

Cycle évolutif d’I. ricinus
Les larves et les nymphes d’ I. ricinus ne présentent aucune spécificité d’hôte : ubiquistes, elles s’accommodent d’une grande variété d’espèces(majoritairement des mammifères mais aussi des oiseaux) pour leurs repas sanguins. Les adultes sont à l’opposé très sélectifs (télotropes) et recherchent leurs hôtes parmi les grands mammifères. E. europaeus est généralement l’hôte de stades immatures (Mehlhorn, 2001).
La figure 15 présente le cycle évolutif d’I. ricinus :
1 : Une femelle gorgée de sang (4c) d’une longueur supérieure à 1,5 cm se laisse tomber au sol et pond en un mois environ 2000 œufs sphériques à ovoïdes. Ces œufs sont attachés les uns aux autres et forment un agrégat sur le sol ;
2 : Une larve hexapode sort de l’œuf en 3 à 36 sema ines (selon la température ambiante) et se hisse en hauteur sur la végétation herbacée, d’oùlles se fixent aux hôtes de passage (le plus souvent ce sont de petits mammifères, dont le hérison, mais parfois aussi des oiseaux et des humains) ;
3 : Après un repas sanguin de 3 à 5 jours la larve se détache de son hôte. Elle mue en 5-7 semaines (parfois plus de 5 mois), pour devenir une nymphe octopode, dépourvue d’orifice génital.
Les nymphes ciblent des mammifères de plus grande taille et de nombreux autres hôtes, dont le hérisson : (B). Après un repas sanguin de 4 à 7 jours, elle se détache de son hôte, tombe au sol et entame sa transformation en mâle mature (4a) ou en femelle mature non gorgée (4b). Cette mue dure 2 à 6 mois.
En général les mâles adultes ne se nourrissent pas,alors que les femelles prennent un dernier repas sanguin (de 7 à 13 jours) avant de quitter le ur hôte pour pondre. Chaque femelle peut pondre plus de 2500 œufs. Le plus souvent au printe mps, les adultes attaquent de grands mammifères dont les humains (C). Les femelles se gorgent alors pendant 5 ± 14j. Le cycle évolutif complet se déroule en 2 à 4 ans (Mehlhorn,2001).

Méthodes de mise en évidence desIxodidae
Les tiques dures peuvent être mises en évidence parobservation directe au moment de l’examen clinique du hérisson. Une anesthésie générale facilite la recherche des tiques dans les zones non visibles lorsque l’animal se roule en boule.

Prévalence desIxodidae
Les tiques dures sont des parasites très fréquents du hérisson. Selon Mehlhorn (2001), P. hexagonus est retrouvé chez 90 % des hérissons. Dans une étude de Liebisch and Walter (1986), portant sur 108 hérissons provenant d’Allemagne, 103 (95,4 %) présentaient des tiques de l’espèce P. hexagonus, et les 5 autres (4,6 %) hébergeaient des tiques appartenant au genre Ixodes. Tous étaient donc parasités par desIxodidae.
Sur ces 103 hérissons, 1718 tiques ont été retirées, dont 147 larves (8,6 %), 1179 nymphes (68,6 %), 385 femelles (22,4 %) et 7 mâles (0,4 %). Les larves étaient présentes de mai à octobre, les nymphes de février à décembre, et les femelles sur l’ensemble de l’année (Liebisch and Walter, 1986).

Pouvoir pathogène des Ixodidae
La spoliation sanguine par les tiques est à l’origi ne d’anémies et de réactions inflammatoires localisées (Bexton et Robinson, 2003). Plus l’anima est infesté et plus il est jeune, plus l’anémie est prononcée (Carlson, 1990).
Les tiques sont aussi des vecteurs potentiels pour différentes maladies zoonotiques : I. hexagonus et I. ricinus peuvent transmettre le virus de l’encéphalite à tique, la bactérie Borrelia burgdorferi (Toutoungi et al., 1995, Skuballa et al., 2007) et Anaplasma phagocytophilum (Silaghi et al., 2012). Le hérisson d’Europe est un réservoir pourAnaplasma phagocytophilum.

Acaridiés psoriques : les agents des gales

Généralités sur les Acaridiés psoriquesEd’.europaeus
Les gales sont des acarioses cutanées, infectieuses, contagieuses et prurigineuses, provoquées par des acaridiés psoriques vivant à la surface ou dans l’épaisseur de l’épiderme. Les hérissons déjà affaiblis sont les plus touchés. Leslésions sont prurigineuses et le plus souvent croûteuses et dépilées (Bussiéras et Chermette, 1991b).

Acaridiés psoriques parasites d’E. europaeus
Les gales sont provoquées par des acariens de la famille des Sarcoptidés (principaux genres Sarcoptes et Notoedres, et Trixacarus chez les petits rongeurs) et de la famille des Psoroptidés (principaux genres Chorioptes, Otodectes et Psoroptes).
Chez le hérisson, on retrouve principalementCaparinia tripilis MICHAEL, 1889, (Sweatman, 1962 ; Heath et al., 1971 ; Brockie, 1974 ; Keymer et al., 1991 ; Stocker, 2000 ; Tenquist et Charleston, 2001 ; Carlson, 1990).
D’autres espèces sont moins fréquemment décrites ableau(t 7).
Tableau 7 : Autres espèces d’acariens décrites
Description et critères d’identification Caparinia tripilis, principal Acaridié psorique d’E. europaeus
Les adultes de Caparinia tripilis présentent des pédipalpes courts et non articulésLes. ventouses tarsales, en forme de cloche sont présentes sur toutes les pattes des mâles et absentes sur les pattes III et IV des femelles. Le scutum dorsal postérieur est plus large que long. La patte III des mâles comme des femelles com porte trois longues soies. La partie terminale de l’abdomen des mâles adultes est trilob ée à gauche comme à droite, chaque lobe se prolonge par une longue soie. Les parties terminales de l’abdomen forment une zone rectangulaire, plus large que longue. Le corps est arrondit. La longue soie inséré sur la face dorsale de l’humérus est placée sur un scutum ovaleindépendant (Kimet al., 2012, figure 16).
Figure 16. Critères de reconnaissance de Caparinia tripilis

Cycle évolutif deCaparinia tripilis, MICHAEL, 1889
Le cycle évolutif de C. tripilis comprend trois stades (Sweatman, 1962) : protonymphe, deutonymphe et adulte. Les femelles adultes sont saillies dès qu’elles émergent de leur exuvie. Elles se mettent alors à pondre des œufs, s ans autre intervention du mâle. Le cycle évolutif dure environ 3 semaines.
Méthodes de mise en évidence des Acaridiés psoriquedu hérisson d’Europe C. tripilis peut aisément être mis en évidence en appliquantn umorceau de ruban adhésif transparent sur les zones lésées et en observant leruban au microscope, après adjonction d’une goutte de lactophénol d’Amman.
Les Acaridiés psoriques plus profonds peuvent êtremis en évidence à l’aide d’un raclage cutanée à la rosée sanguine, observé au microscopeavec une goutte de lactophénol d’Amman.

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIÈRE PARTIE : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Présentation du hérisson d’Europe
1.1. Classification
1.2. Morphologie externe : Le hérisson, un mammifère singulier
1.2.1. Dimension et masse
1.2.2. Tégument et protection contre les prédateurs
1.2.3. Tête et organes des sens
1.2.4. Membres
1.2.5. Appareil reproducteur et sexage des animaux
1.3. Biologie et écologie du Hérisson
1.3.1. Aire de répartition et biotopes exploités
1.3.2. Exploitation du domaine vital
1.3.3. L’alimentation
1.3.4. La reproduction
1.3.5. L’hibernation
1.4. Bilan : Liens entre biologie, écologie et risque d’infestation parasitaire chez le hérisson d’Europe
1.5. Statut juridique
1.5.1. Principaux textes protégeant le hérisson
1.5.2. La convention de Berne (Conseil de l’Europe, 1979)
1.5.3. Liste des mammifères protégés
2. Les principaux parasites du hérisson d’Europe
2.1. Arthropodes
2.1.1. Insectes : Archaeopsylla erinacei et autres siphonaptères parasites du hérisson d’Europe
2.1.2. Insectes : les diptères parasites du hérisson d’Europe
2.1.3. Acariens Ixodidae parasites du hérisson d’Europe : P. hexagonus et I. ricinus
2.1.4. Acaridiés psoriques : les agents des gales
2.1.5. Acariens : Demodex erinacei
2.2. Champignons
2.2.1. Dermatophytes : Trichophyton mentagrophytes var. erinacei
2.2.2. Autres champignons
2.3. Helminthes
2.3.1. Nématodes : Capillariidae d’E. europaeus
2.3.2. Nématodes : Crenosoma striatum
2.3.3. Nématodes : Physaloptera clausa
2.3.4. Trématodes : Brachylaemus erinacei
2.3.5. Autres trématodes
2.3.6. Cestodes : Hymenolepis erinacei
2.3.7. Acanthocéphales : Plagiorhynchus cylindraceus et Nephridiorhynchus major
2.4. Protozoaires du hérisson d’Europe
2.4.1. Cryptosporidium sp.
2.4.2. Coccidies d’E. europaeus
2.5. Thérapeutique antiparasitaire
DEUXIÈME PARTIE : L’ACCUEIL DES HÉRISSONS AU CEDAF
1. Présentation du CEDAF
2. Statistique des hérissons admis au CEDAF
2.1. Nombre de hérissons d’Europe admis au CEDAF
2.2. Stratification des entrées selon l’âge
2.3. Motifs d’entrée des hérissons d’Europe admis au CEDAF
2.4. Motifs de sortie des hérissons d’Europe admis au CEDAF
3. Réception des hérissons au CEDAF
4. Examen clinique
5. Triage des animaux
6. Hébergement
7. Alimentation
8. Soins
9. Réhabilitation
10. Relâcher
TROISIÈME PARTIE : PROTOCOLE EXPERIMENTAL
1. Introduction
1.1. Buts de cette étude
1.2. Recherche de parasites et examens complémentaires
2. Description de l’échantillon d’étude
3. Matériel et méthodes
3.1. Examen clinique
3.2. Examens complémentaires destinés à préciser l’étiologie de lésions cutanées
3.3. Coproscopie quantitative par flottaison au MgSO4 saturé, méthode quantitative de McMaster
3.4. Coproscopie par la méthode de Baermann
3.5. Lavage broncho-alvéolaire
3.6. Autopsie
3.7. Etude statistique
4. Résultats
4.1. Répartition annuelle des hérissons de l’échantillon en fonction du mois, du sexe et de l’âge
4.2. Parasites externes
4.2.1. Ixodidae
4.2.2. Siphonaptères
4.2.3. Diptères
4.2.4. Acarioses psoriques
4.2.5. Dermatophytose
4.2.6. Autres ectoparasites
4.2.7. Influence du mois sur l’infestation par les parasites
4.2.8. Influence de l’âge sur l’infestation par les parasites
4.2.9. Influence de l’infestation par les ectoparasites sur le taux de survie
4.3. Résultats concernant les parasites internes
4.3.1. Résultats des coproscopies par flottation selon la méthode de McMaster
4.3.2. Résultats des coproscopies selon la méthode de Baermann
4.3.3. Résultats des lavages broncho-alvéolaires
4.4. Résultats des autopsies
5. Discussion
5.1. Critique du protocole et améliorations possibles
5.2. Résultats et confrontation avec la littérature
5.3. Utilisation pratique des résultats
CONCLUSION

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