Soutenance mémoire
Télécharger le fichier pdf d’un mémoire de fin d’études
Cycle biologique des filarioses
L’insecte suceur ou piqueur s’infecte en ingérant au cours d’un repas sanguin, les microfilaires d’un être humain parasité. Les microfilaires poursuivent leur développement chez l’insecte grâce à une série de transformations ou mues. Elles acquièrent ainsi leur pouvoir infestant sous forme de L3 qui migrent vers les pièces buccales du vecteur et sont ainsi susceptibles d’être transmis à un nouvel hôte (définitif) lors d’un prochain repas sanguin. Les larves L3 subissent alors chez l’hôte humain, d’autres mues pour évoluer vers le stade adulte. Les adultes mâles et femelles s’accouplent et ces femelles donnent naissance à de nouvelles générations de microfilaires. La production de ces microfilaires marque la boucle complète de cycle. Les filaires adultes ont une durée de vie longue chez l’hôte humain (10-15 ans en moyenne).
Pathologie et symptomatologie filariennes
Les infections filariennes sont plus morbides que directement mortelles. Elles peuvent être responsables de graves infirmités et d’une nuisance considérable, allant des simples prurits à la cécité en passant par des oedèmes allergiques et des lésions cutanées diverses.
Les manifestations sont étendues :
pour les filaires lymphatiques : la phase aiguë se traduit par l’occlusion partielle ou totale de la circulation dans les vaisseaux lymphatiques et les ganglions. Il s’agit généralement d’inflammations (Lymphangites aiguës) accompagnées ou non de fièvres épisodiques nocturnes, d’oedèmes douloureux, de lymphangites des membres à développement centrifuge et récidivant associés à des adénites satellites (Adénolymphangites). L’Etat chronique se traduit par l’hypertrophie cutanée, la stagnation lymphatique qui provoque les hydrocèles et finalement l’éléphantiasis du scrotum, du pénis ou des membres inférieurs, supérieurs et les varices lymphatiques ou lymphangiectasies (GENTILLINI, 1981). La présence de microfilaires dans les capillaires pulmonaires provoque parfois des manifestations asthmatiformes.
pour l’onchocercose, les symptômes cliniques se répartissent en 3 syndromes :
Ø le syndrome cutané avec des dermatites, des lésions cutanées prurigineuses aiguës ou chroniques (gale filarienne) tels que les prurits dus à la présence des microfilaires dermiques ;
Ø le syndrome nodulaire : les vers adultes vivent soit libres sous la peau ou enfermés dans les nodules fibreux sous le derme, et provoquent des onchocercomes indolores ;
Ø le syndrome oculaire : la migration des microfilaires vers la chambre antérieure de l’œil à travers la cornée entraîne la formation de kératites et l’atteinte de la chambre postérieure provoquant des lésions pouvant évoluer vers la cécité d’où le nom de « cécité des rivières» ;
Ø le « Sowda » est une forme particulière des onchocercoses qui sévissent au Yémen. L’onchodermatite-Sowda est une onchodermatose localisée, unilatérale, hyperactive, et prurigineuse. Elle associe des lésions de grattage de l’œdème et des aspects croûteux de surinfection sur une peau présentant souvent des zones pigmentées et des pachydermies ;
pour la L. loa : Présence de prurits généralisés, d’oedèmes allergiques fugaces et migratoires (dits de Calabar) siégeant sur les membres supérieurs et paupières, reptation sous-cutanée du ver adulte (1 cm/heure), passage du ver adulte sous la conjonctive (passage oculaire). Les complications à long terme sont de type neurologique, cardiaque et rénal et de ce fait, cette affection occupe une place prépondérante sur la santé publique des populations les plus atteintes.
Diagnostic des filarioses
Le diagnostic des filarioses est avant tout fondé sur la reconnaissance des signes cliniques caractéristiques de l’espèce et sur l’examen microscopique permettant la mise en évidence des microfilaires dans le sang veineux périphérique (L. loa, W. brancrofti, et M. perstans), par des biopsies cutanées exsangues (M. streptocerca et O. volvulus), ou dans la chambre antérieure de l’œil (M. streptocerca). Ce diagnostic direct et spécifique est insuffisant. Il ne permet pas de déceler les formes de filarioses occultes fréquemment rencontrées en zone d’endémie filarienne.
Pour une proportion élevée de patients dits amicrofilarémiques, la sérologie prend alors toute son importance par la mise en évidence d’anticorps sériques ou d’antigènes circulants. En effet, il existe communément deux (2) catégories de test sérologique pour le diagnostic indirect des filarioses basé soit sur la recherche d’antigène, soit sur la recherche d’anticorps.
Le test basé sur la recherche d’antigène circulant par la confrontation à un anticorps monoclonal fixé sur un support solide. Ces tests sont peu quantitatifs et révèlent la présence d’une infection active. Il existe par exemple deux tests ELISA qui ont été développés. Ils détectent la présence d’antigènes sériques des vers adultes de W. bancrofti. Parmi ces tests ELISA, il y’a l’anticorps monoclonal IgG Og4C3 identifié par MORE et COPERMAN (1990) et qui est dirigé contre un ver adulte d’O. gibsoni, une filaire animale. Un autre anticorps monoclonal (AD12) dirigé contre l’antigène de ver adulte de Dirofilaria immitis, filaire canine (WEIL, 1987b), donne des résultats équivalents à Og4C3 pour la détection de W. bancrofti (CHANTEAU et al., 1994). Le test le plus récent (ICT diagnostic Australie) est un test individuel par immunochromatographie qui utilise une carte sur laquelle est fixé l’anticorps monoclonal (AD12) pré-marqué à l’or colloïdal. Cela permet de détecter les antigènes circulants de W. bancrofti dans le sang ou dans le sérum des individus (WEIL et al., 1987a). La stabilité et la sensibilité de ces tests sont excellentes puisqu’ils détectent plus de 99% des individus porteurs de microfilaires et en font une arme efficace dans l’évaluation du niveau d’endémie et le contrôle des programmes de lutte. Des études ont montré que 20 à 40% des individus amicrofilarémiques ont des antigènes circulants, donc susceptibles d’abriter des vers adultes avec ou sans microfilaires (WEIL et al., 1987a).
Les tests basés sur la détection des anticorps dans le sérum des individus reposent sur la détection d’anticorps sécrétés par l’hôte, à l’aide d’antigènes fixés sur un support solide. Ces antigènes peuvent être homologues, hétérologues excrétés ou sécrétés. Ces tests peuvent être quantitatifs (ELISA) ou qualitatifs (Western Blot, Co-Electrosynérèse et Immunofluorescence indirect). Cependant, leur interprétation pose un problème dans la mesure où les anticorps résiduels peuvent être détectés longtemps après une infection. Par conséquent, il est difficile de dire à partir de ces tests si une infection est active ou passive. De plus les réactions croisées entre nématodes rendent l’interprétation des résultats délicate sauf si des arcs spécifiques correspondants aux complexes Antigènes Anticorps sont identifiés ( Co-ES). Les IgG4 ont été décrits comme marqueurs de l’infection active filarienne, dans les cas des filarioses lymphatiques (LAI et OTTESEN, 1983), de l’onchocercose (LUCIUS et al., 1992) et de la loase (AKUE et al., 1994).
Aujourd’hui, de nombreuses études en cours tendent à améliorer la sensibilité des techniques et la spécificité par une meilleure connaissance et par l’extraction de fractions antigéniques validées. Certaines d’entre elles font appel à des antigènes recombinants (LUCIUS et al., 1992).
Des tests PCR basés sur la détection de l’ADN circulant spécifique à chaque espèce de filaire ont été développés pour B. malayi (LIZOTTE et al., 1994), W. bancrofti (ZHONG et al., 1996), O. volvulus (ZIMMERMAN et al., 1994) ; et dans la loase le test 15r3-PCR développé par TOURE et al. (1997).
Luttes contre le vecteur, la transmission du parasite de l’homme malade vers le vecteur et la morbidité/mortalité
Lutte contre le vecteur
Il n’y a pas eu de programme de lutte anti vectorielle propre à la filariose mais des programmes surtout contre les vecteurs du paludisme et de la trypanosomiase.
Le premier grand programme de lutte contre une filariose, l’onchocercose en Afrique de l’Ouest (OCP), a été lancé en 1974. Ce programme décidé par l’OMS avec la participation de 11 pays, avait dans sa première phase une mission de lutte contre les vecteurs par l’usage abondant d’insecticides le long des rivières et l’épandage aérien de larvicides sur les gîtes larvaires. Dans le cas de la filariose lymphatique, le contrôle des vecteurs consiste en l’utilisation des insecticides d’origine biologique, adaptés au traitement des cours d’eau à débit rapide, Bacillus phaericus ( empêchant les larves de s’oxygéner ), Bacillus thuringiensis H-14 avaient été utilisés (OMS, 1992). La suppression des eaux stagnantes constitue aussi un moyen de lutte.
La limitation de la transmission des filaires pourrait consister en la protection individuelle contre les piqûres des vecteurs simulies, moustiques et des mouches, grâce à un port de vêtements protecteurs recouvrant tout le corps, à l’utilisation des répulsifs et à un environnement corrigé. A cela, on peut ajouter une lutte passive et l’emploi des moustiquaires imprégnées d’insecticides.
Lutte contre le passage du parasite de l’homme malade vers le vecteur
Elle est essentiellement basée sur la chimie antiparasitaire. Celle-ci a été dominée par la DEC (NotézineND) dont les effets microfilaricides sur plusieurs types de filaires ont été prouvés (HEWITT et al., 1947). Par contre elle n’a pas que peu d’effet en courte cure sur l’adulte d’O. volvulus (HAWKING, 1979), sur celui de L. loa (RICHARD-LENOBLE et al., 1988). D’autre part, le traitement par la DEC, microfilaricide d’action rapide peut entraîner des effets secondaires graves dont un risque d’encéphalite lors du traitement de la loase chez les forts porteurs de microfilaires sanguines (BOULESTEIX et CARME, 1986) et de l’onchocercose (MAZOTTI, 1948).
En 1988, la deuxième phase du programme OCP consistait en un traitement de masse de l’onchocercose par l’Ivermectine (MECTISANND). A cause du succès remarquable de l’OCP, du point de vue santé, économie et développement, un deuxième programme de lutte contre l’onchocercose a été lancé en 1995. Ce programme africain de lutte contre l’onchocercose, appelé APOC (African Program for Onchocerciasis Control) a pour but de mettre en place sur une période de 12 ans des systèmes durables de distribution d’ivermectine à grande échelle sous directive communautaire. Ce programme couvre 19 pays ne faisant pas partie de l’OCP.
L’ivermectine (MECTISANND) s’est avéré être un bon microfilaricide avec une bonne tolérance chez les patients, en prévenant des lésions cutanées et sans effets secondaires notables (OTTESEN et CAMPBELL, 1994). De plus, de nombreuses études ont montré l’efficacité et la tolérance de l’ivermectine notamment contre l’onchocercose (AWADZI et al., 1986) et contre la filariose de Bancroft (OTTESEN et al., 1990). Pour la Loa loa, RICHARD-LENOBLE et al. (1988) ont montré une réduction de 88% de la densité de microfilaires. Plus tard, CHIPPAUX et al. (1998) signalent plusieurs cas d’effets secondaires graves chez les patients forts porteurs de microfilaires L. loa, après traitement par l’ivermectine au cours de campagne de distribution de masse au Cameroun.
Les stratégies recommandées par l’OMS dans le cadre de l’élimination de la filariose lymphatique, actuellement basées sur le traitement de masse de l’ensemble de la communauté humaine d’une zone de transmission (OTTESEN et al., 1997) sont les suivantes : un traitement annuel constitué soit d’une bithérapie associant ivermectine et DEC ou ivermectine et albendazole, soit d’une monothérapie avec la DEC seule. Un autre schéma communautaire a déjà été utilisé avec efficacité : c’est l’utilisation pendant 6-12 mois du sel de table contenant de la DEC (GELBAND, 1994).
Lutte contre la morbidité/mortalité
Dans le cas de la filariose lymphatique, pour améliorer la qualité de vie des sujets atteints de la forme chronique de la maladie (éléphantiasis ou hydrocèle), la détérioration régulière des régions atteintes et leur traitement par des brossages et l’utilisation fréquente de pommade à base d’antibiotiques peuvent réduire considérablement la surinfection de la peau et, du même coup, limiter l’étendue des lésions lymphatiques éléphantiasiques.
Les zoonoses filariennes
Quelques filaires transmises de l’homme à l’animal et de l’animal à l’homme ont été désignées sous le nom de filaire zoonotique. En effet, lorsqu’un réservoir animal existe, cela rend difficile les programmes de contrôle et de lutte contre les filarioses. Plusieurs cas de zoonoses ont été rapportés en Afrique, en Amérique, en Europe, en Asie et en Australie (DISSANAIKE, 1979). Parmi eux, Dirofilaria immitis, qui a pour hôte naturel les carnivores (chien et chat), infecte aussi l’homme ; Brugia malayi, avec pour hôtes naturels les carnivores et les singes passe vers l’homme et vice-versa. Quant à Monsonella rodhaini, filaire spécifique du chimpanzé, elle a été découverte pour la première fois chez l’homme au cours d’une enquête épidémiologique faite au Gabon (BRUMPT, 1904).
Malgré l’existence de quelques infections zoonotiques, le passage des parasites filariens humains dans les modèles expérimentaux de laboratoire reste cependant difficile. Toutefois, à partir de ces zoonoses on peut développer des modèles en laboratoire pour comprendre les caractéristiques de l’infection filarienne et les processus immunologiques qui en découlent.
C’est dans cette optique que DUKE et al. (1960) ont pour la première fois, utilisé l’espèce mandrill (Mandrillus leucophaeus) pour reproduire le cycle de la L. loa humaine. De même, Ancanthocheilonema vitae a été expérimentalement adapté dans son hôte naturel au laboratoire, le merione (Merione libycus) par WORMS et al. (1961). WONG et al. (1974) ont utilisé D. immitis dans son hôte naturel, le chien. OOTHUMAN et al. (1979) et DENHAN et al. (1983) ont utilisé B. pahangi dans son hôte, le chat pour des études immunologiques et de chimiothérapie. Mis à part le parasite Brugia, la gestion du réservoir animal de parasites est peu prise en considération dans les programmes de lutte contre les endémies filariennes humaines.
Symptomatologie, diagnostic, contrôle du vecteur et traitement
Symptomatologie
Symptomatologie classique
La loase a longtemps été considérée comme une affection bénigne, aux conséquences pathologiques négligeables. On note, aussi bien chez les sujets en zone d’endémie que chez des sujets ayant transité dans ces régions, de nombreux et fréquents cas de microfilarémie asymptomatique. L’apparition des premiers signes cliniques se produit après une phase d’incubation muette de plus de 3 mois. Quatre symptômes groupés peuvent survenir :
le prurit : il peut apparaître sur n’importe quelle partie du corps : bras, thorax, visage, épaules. Cette apparition pousse souvent le malade à la consultation médicale et reste un élément de diagnostic d’orientation dans les zones exemptes d’onchocercose ;
l’œdème de Calabar : la filaire L. loa se déplace sous la peau par reptation et provoque des réactions d’irritation et des réactions allergiques avec formation de nodules oedémateux : oedèmes de Calabar (du nom d’une localité du Nigeria, ancien Biafra). Ces oedèmes sont de taille variable et apparaissent spontanément en se fixant aux mains, aux poignets, aux coudes et au thorax (Photo 2). Ces oedèmes sont fugaces, migrateurs et peuvent durer de quelques heures à quelques jours ; ils peuvent aussi revenir plus tard soit au même endroit, soit ailleurs. Lors de sa migration à travers les différentes parties du corps, le ver adulte peut apparaître spontanément sous la peau ou bien sous la conjonctive pour être visible ;
le passage sous la conjonctive : c’est un phénomène spectaculaire, et relativement fréquent. La filaire parvient ainsi jusqu’à l’œil et pénètre jusqu’à la conjonctive ou sous la peau de la paupière. Cela s’accompagne de larmoiement, de sensation d’un corps étranger intraoculaire ; le ver peut même changer d’œil en cheminant sous la peau de la racine du nez ; cette traversée conjonctivale est brève mais une intervention rapide de l’ophtalmologiste permet l’extirpation facile du ver (Photo 3). Ce syndrome apporte la preuve de l’infection par L. loa, au même titre que la mise en évidence des microfilaires ;
le passage sous-cutané du ver adulte : il se traduit par un fourmillement désagréable et un prurit localisé. Le ver apparaît alors sous une forme palpable, mobile pouvant se déplacer d’un centimètre environ par minute. La durée de la migration, avant que le ver ne plonge en profondeur, est très souvent courte, rarement plus d’une heure. Cet incident est fréquent lors du traitement par la Diéthylcarbamazine (DEC). Les vers adultes remontent à la surface de la peau sous l’effet du médicament.
La présence de tous ces signes cliniques spécifiques permet de porter un diagnostic de présomption qui ne pourra être confirmé que par la mise en évidence du parasite. Classiquement, l’infection loasique s’accompagne d’une hypergammaglobulinémie, d’une hyperéosinophilie et d’un taux élevé d’IgE responsable des symptômes allergiques (CARME, 1983).
Diagnostic direct de certitude
Mise en évidence des microfilaires
Elle repose sur la microscopie standard. Le sang périphérique est prélevé pendant la journée, du fait de la périodicité diurne de la loase humaine. Les microfilaires sont recherchées à l’état frais dans une goutte de sang placée entre lame et lamelle, ou bien après coloration au Giemsa sur frottis mince ou goutte épaisse (CARME, 1983). Dans le cas d’une faible parasitémie, il est avant tout nécessaire de concentrer les microfilaires par leucoconcentration (HO THI et PETITHORY, 1963). La figure 4, montre un diagnostic différentiel à partir d’un échantillon de sang parasité coloré au Giemsa.
Notons que la recherche de microfilaires peut également se faire par QBC (Quantitative Buffer Coating).
Généralement, pour l’identification des microfilaires de L. loa au microscope, à partir d’un échantillon sanguin, il est important de tenir compte de leur grande taille, de la présence d’une gaine courte et peu colorée, de la présence de noyaux somatiques gros et serrés. Le tableau I ci-dessous, résume les critères d’identification des microfilaires sanguines. Sur la figure 5, sont présentés les principaux critères de différentiation des microfilaires à l’examen direct après coloration.
Technique PCR
Récemment, TOURE et al. (1997) ont développé un outil PCR nichée (double PCR) pour la détection d’ADN circulant. Cet outil est basé sur l’exploitation de la séquence spécifique de la région répétée (15r3) du gène qui code pour la protéine 15kDa de L. loa (AJUH et al, 1995). Si ce test s’est révélé spécifique, il n’est cependant pas très sensible. En effet, l’utilisation de cet outil par DJIKEUSSI (1997) sur des échantillons de sang provenant de Dienga, un village au Sud-Est du Gabon auprès des individus avec une infection patente de L. loa, n’a mis en évidence que 10% de sujets microfilarémiques. De plus, ce test utilise une technologie trop sophistiquée, encore chère pour un laboratoire du Sud.
Contrôle du vecteur
L’éradication ou l’arrêt de la transmission vectorielle est difficilement envisageable dans les zones d’endémie. Les vecteurs Chrysops, impliqués dans la transmission de la loase sont abondants dans la canopée des forêts. La lutte contre ces vecteurs ne peut concerner que les imagos, compte tenu de la grande dispersion des gîtes larvaires dans la forêt. En effet, la destruction de larves par l’épandage d’insecticides à grande échelle, est d’une efficacité illusoire. L’assèchement des gîtes est également irréalisable. L’interception des Chrysops dans les villages pourrait être assurée par le piégeage, même si un modèle performant de piège reste à être créé.
|
Table des matières
PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE I : Généralités sur les Filarioses humaines
I. Epidémiologie des filarioses
II. Cycle biologique des filarioses
III. Pathologie et symptomatologie filariennes
IV. Diagnostic des filarioses
V. Luttes contre le vecteur, la transmission du parasite de l’homme malade vers le vecteur et la morbidité/mortalité
V.1. Lutte contre le vecteur
V.2. Lutte contre le passage du parasite de l’homme malade vers le vecteur
V.3. Lutte contre la morbidité/mortalité
VI. Les zoonoses filariennes
CHAPITRE II : Filariose à Loa loa
I. Généralités
II. Distribution et Cycle de vie
II.1. Distribution
II.2. Cycle de vie
II.3. Le vecteur
III. Symptomatologie, diagnostic, contrôle du vecteur et traitement
III.1. Symptomatologie
III.1.1. Symptomatologie classique
III.1.2. Les complications
III.2.1. Diagnostic direct de certitude
III.2.1.1 Mise en évidence des microfilaires
III.2.1.2 Mise en évidence des vers adultes ou macrofilaires
III.2.2. Diagnostic indirect de présomption
III.2.2.1 Hyperéosinophilie sanguine et niveaux d’IgE
III.2.2.2 Sérologie
III.2.2.3 Technique PCR
III.3. Contrôle du vecteur
III.4. Traitement
IV. Existe t-il un réservoir animal de Loa loa ?
V. Quelques modèles expérimentaux pour la loase à Loa loa
CHAPITRE III : Les réponses immunitaires dans les filarioses
I. Traits généraux de la réponse immunitaire
II. La réponse immune cellulaire
III. Les réponses humorales contre les infections filariennes : les anticorps
IV. Génomique et réponse immunitaire dans les filarioses.
V. La réponse immunitaire des primates non-humains à la filariose
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
CHAPITRE I : Matériel et méthodes
I. Présentation du cadre d’étude
II. Matériel
II.1. Sujets étudiés
II.1.1.Les mandrills (Mandrillus sphinx)
II.1.2. Les autres primates
II.2. Collecte des sérums des Primates
II.3. Collecte de différents stades parasitaires de L. loa
III. Méthodologie
III.1.Technique d’inoculation des mandrills
III.2. Mise en évidence de microfilaires dans le sang
III.2.1. L’examen direct
III.2.2. La leucoconcentration
III.3. Préparation des antigènes parasitaires bruts
III.4. Dosage des protéines
III.5. Technique Enzym-linked Immuno Sorbent Assay (ELISA)
III.6. Electrophorèse sur gel polyacrylamide (SDS-PAGE)
III.7. Western Blot
III.8. Analyse statistique des données
CHAPITRE II : Résultats
I. Etudes de la réponse immunitaire dans le model Mandrill sphinx/L. loa
I.1. La recherche des microfilaires
I.2. Analyse quantitative par ELISA de la réponse humorale
I.3. Analyse qualitative par Western blot
II. Recherche des infections naturelles par la Loa loa humaine chez les primates non-humains du CDP
II.1. Recherche de la filaire L. loa à l’examen parasitologique direct
II.2. Caractérisation de deux méthodes sérologiques de diagnostic de Loa loa chez les primates
II.2.1. Caractérisation de deux méthodes sérologiques de diagnostic de Loa loa chez les primates
II.2.1.1. La méthode ELISA
II.2.1.2. Deuxième méthode : le Western blot
II.3. Prévalence des Anticorps anti loa loa chez les primates non-humains du CDP
CHAPITRE III : Discussion
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
Télécharger le rapport complet
