Soutenance mémoire
LES PARAMPHISTOMOSES GASTRODUODENALES BOVINES
Appareil excréteur
Structure
Peu d’études ont été faites sur la structure de l’appareil excréteur des espèces du genre Paramphistomum. POLJAKOVA-KRUSTEVA & al. (1975) se sont intéressés au système excréteur de Paramphistomum microbothrium mais il semblerait que ces auteurs l’aient confondu avec les cæca intestinaux (MATTISON, HANNA & NIZAMI, 1992 a). A notre connaissance, seul le système excréteur des juvéniles de Paramphistomum epiclitum a été étudié par MATTISON, HANNA & NIZAMI (1992 a). Nous nous référerons donc aux travaux de ces auteurs pour la description de cet appareil.Le système protonéphridien est composé de canaux disposés symétriquement de chaque côté du corps. Ils relient les vaisseaux efférents issus de cellules flammes individuelles à une vessie (Figure 16). De cette vessie part un canal terminal qui s’ouvre à l’extérieur par un petit néphridiopore situé à la face postéro-dorsale du corps. Chaque cellule flamme porte un cône d’environ 100 flagelles. Des extensions cytoplasmiques de chaque cellule flamme s’assemblent avec la première cellule efférente correspondante. Ces extensions sont reliées par des ponts filamenteux. Des extensions cytoplasmiques des cellules efférentes, reliées par des desmosomes striés, délimitent une lumière. La disposition en colonne des cellules efférentes forme ainsi le vaisseau efférent. Trois types de canaux se distinguent morphologiquement et sont nommés canaux primaires, secondaires et tertiaires. Les canaux primaires relient les vaisseaux efférents aux canaux secondaires. Leur membrane luminale s’élève en courts tubercules. Les canaux secondaires ou ascendants s’étendent depuis la région acétabulaire jusqu’au pharynx où ils fusionnent avec les canaux tertiaires. Leur surface luminale présente de nombreuses lamelles. Chez les formes immatures, des groupes de cils se projettent dans la lumière. Ces cils disparaissent au stade adulte. Les canaux tertiaires ou descendants courent le long du corps pour se terminer postérieurement au niveau de la vessie. Ils sont reliés dans la moitié du corps par un canal transverse, ce qui leur confère une disposition en H. Ils sont tapissés d’un syncytium dont la membrane apicale s’élève en de nombreuses lamelles. La membrane basale présente des replis. Le cytoplasme se caractérise par la présence de mitochondries et la protrusion d’extensions parenchymateuses. Des gouttelettes lipidiques s’accumulent progressivement dans lumière des canaux tertiaires. Leur excrétion est plus importante chez les formes immatures que chez les adultes. La vessie est tapissée par un syncytium ressemblant à celui des canaux tertiaires. Ce syncytium vésical s’interrompt au niveau d’un complexe jonctionnel formé avec le canal terminal. Ce dernier est tapissé par le syncytium tégumentaire qui contient des corps d’inclusion et porte des crêtes semblables à celles observées dans le pharynx. Cependant, il se différencie de celui-ci par l’absence de papilles sensorielles.
Fonctions
Les cellules flammes accompliraient un rôle dans l’ultrafiltration : les ondulations des flagelles créeraient un gradient de pression hydrostatique entre la lumière protonéphridienne et les tissus environnants. Ce gradient induirait un afflux de fluide intercellulaire permettant l’extraction des déchets métaboliques (Figure 17). La filtration aurait lieu au niveau des ponts filamenteux reliant les extensions cytoplasmiques des cellules flammes et efférentes. Les cils des canaux secondaires des formes immatures aideraient les mouvements du fluide rendus difficiles par les forces frottements. Ces cils sont absents des canaux secondaires chez les adultes dont la largeur plus importante réduirait les frottements. Les lamelles rencontrées au niveau des canaux secondaires et tertiaires ainsi que dans la vessie faciliteraient la réabsorption de fluide et de nutriments. Ceci est en accord avec la présence de phosphatases acides et alcalines, enzymes qui, selon THREADGOLD (1968) et DIKE & READ (1971) (cités par MATTISON, HANNA & NIZAMI, 1992 a), seraient impliquées dans l’assimilation des monosaccharides. Les replis de la membrane basale seraient responsables du transport hydrique.
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Guide du mémoire de fin d’études avec la catégorie Présentation des paramphistomes |
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LES PARAMPHISTOMOSES GASTRODUODENALES BOVINES
I. Présentation des paramphistomes
I .1. Position taxinomique et classification simplifiée
I.1.1. Position taxinomique de genre
I.1.2. Classification systématique
I.2. Aspect morphologique et anatomie
I.2.1. Adultes
I.2.1.1. Morphologie
I.2.1.2 Acétabulum
I.2.1.3. Tégument
I.2.1.4. Cellules neurosécrétrices
I.2.1.5. Appareil digestif
I.2.1.6. Appareil excréteur
I.2.1.7. Appareil circulatoire et parenchyme
I.2.1.8. Appareil reproducteur
I.2.2. Œufs
I .2.3. Formes larvaires
I.2.3.1. Miracidium
I.2.3.2. Sporocyste
I.2.3.3. Rédie
I.2.3.4. Cercaire
I.2.3.5. Métacercaire
I.3. Biologie
I.3.1. Cycle évolutif
I.3.1.1. Etapes du cycle
I.3.1.2. Eléments conditionnant le cycle
I.3.1.3. Hôtes intermédiaires
I.3.1.4. Hôtes définitifs
I.3.2. Habitat et nutrition
I.4. Pouvoir pathogène
I.4.1. Des formes immatures
I.4.2. Des formes matures
I.5. Pouvoir antigène, allergène et immunogène
I.5.1. Pouvoir antigène
I.5.2. Pouvoir allergène
I.5.3. Pouvoir immunogène
I.5.3.1. Mécanismes immunitaires
I.5.3.2. Mécanismes d’échappement
I.5.3.3. Immunité de prémunition et immunité vaccinale
II. Epidémiologie des paramphistomoses gastroduodénales bovines
II.1. Epidémiologie descriptive
II.1.1. Caractéristiques des populations atteintes
II.1.2. Répartition géographique
II.1.2.1. Répartition dans le monde
II.1.2.2. Répartition en France
II .1.3. Répartition dans le temps
II.1.4. Importance économique
II.2. Epidémiologie analytique
II.2.1. Sources de l’infestation
II.2.2. Résistance du parasite
II.2.3. Mode de contamination
II.2.4 Facteurs de risques
II.3. Epidémiologie synthétique
III. Etude anatomo-clinique des paramphistomoses gastroduodénales bovines
III.1. Pathogénie
III. 2. Clinique
III.2.1. Phase pré-imaginale
III.2.1.1. Symptômes
III.2.1.2. Signes biologiques
III.2.2. Phase imaginale
III.2.2.1. Symptômes
III.2.2.2. Signes biologiques
III.3. Lésions
III.3.1. Phase pré-imaginale
III.3.1.1. Lésions macroscopiques
III.3.1.2. Lésions microscopiques
III.3.2. Phase imaginale
III.3.2.1. Lésions macroscopiques
III.3.2.2. Lésions microscopiques
IV. Diagnostic des paramphistomoses gastroduodénales bovines
IV.1. Diagnostic clinique
IV.1.1. Diagnostic positif
IV.1.2. Diagnostic différentiel
IV.2. Diagnostic nécropsique
IV.3. Diagnostic expérimental
IV.3.1 Diagnostic coproscopique
IV.3.2. Diagnostic immunologique
IV.3.2.1. Intra-dermo réaction
IV.3.2.2. Fixation du complément
IV.3.2.3. Immuno-précipitation
IV.3.2.4. Immunofluorescence indirecte
IV.3.2.5. Enzyme Linked Immunosorbent Assay
V. Pronostic des paramphistomoses gastroduodénales bovines et méthodes de lutte
V.1. Pronostic
V.2 Traitement
V.2.1. Antiparasitaires utilisables
V.2.1.1. Dérivés du diphényl sulfure
V.2.1.2. Dérivés du résorcinol
V.2.1.3. Dérivés de la salicylanilide
V.2.1.4. Divers
V.2.2. Modalités du traitement
V.3. Prophylaxie
V.3.1. Mesures défensives
V.3.2. Mesures offensives
DEUXIEME PARTIE : ENQUETE EPIDEMIOLOGIQUE EN CHAMPAGNE-ARDENNE
I. Matériels et méthodes
I.1. Echantillonnage
I.1.1. Population cible
I.1.2. Abattoirs
I.1.3. Taille de l’échantillon
I.1.4. Sélection des animaux
I.2. Récolte des données
I.2.1. Examen des pré-estomacs
I.2.2. Données concernant les animaux de l’échantillon
I.2.3. Données concernant les cheptels éleveurs des animaux de l’échantillon
I.3. Variables étudiées
I.4. Gestion des données
I.5. Traitements et analyses statistiques
II. Résultats
II.1. Caractéristiques de l’échantillon
II.2. Prévalence de l’infestation par les paramphistomes
II.3. Facteurs de variabilité
III. Discussion
III.1. Echantillonnage
III.2. Importance des paramphistomoses gastroduodénales bovines
III.3. Facteurs de variabilité
TROISIEME PARTIE : MISE AU POINT D’UN TEST E.L.I.S.A. POUR LA DETECTION DE COPROANTIGENES DE PARAMPHISTOMES
I. Principe du test E.L.I.S.A. pour la détection de coproantigènes parasitaires
I.1. Principe du test
I.2. Intérêts
I.2.1. Avantages par rapport aux autres tests de dépistage
I.3.2. Succès du test dans le dépistage d’autres parasitoses digestives
II. Matériels et méthodes
II.1. Obtention du matériel
II.1.1. Prélèvements des fèces
II.1.2. Obtention d’antigènes d’excrétion-sécrétion
II.1.3. Dosage de la solution antigénique
II.1.4. Obtention d’anticorps anti-antigènes d’excrétion-sécrétion (Ac anti-Ag E/S) de paramphistomes
II.1.3. Préparation des coproantigènes
II.2. Examens coproscopiques
II.2.3. Technique (Figure 45)
II.2.4. Interprétation
II.3. Mise au point du test E.L.I.S.A
II.3.1. Technique générale (Figure 46)
II.3.2. Détermination des paramètres techniques du test
II.4. Traitement et analyse statistique
III. Résultats
III.1. Evaluation des examens coproscopiques
III.1.1. Concordance avec l’examen nécropsique, sensibilité et spécificité
III.1.2. Relation entre le nombre d’œufs par grammes de fèces et le niveau d’infestation
III.2. Mise au point du test E.L.I.S.A
III.3. Identification de l’espèce de paramphistomes
IV. Discussion
IV.1. Test E.L.I.S.A. pour la détection de coproantigènes de paramphistomes
IV.1.1. Nature du prélèvement biologique testé
IV.1.2. Variante de la technique E.L.I.S.A. utilisée
IV.1.3. Divergence entre Ag E/S expérimentaux et naturels
IV.2. Examen coproscopique
DISCUSSION GENERALE
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
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