Soutenance mémoire
Les hyènes et le lycaon, des espèces en danger
Méthodes de sexage cellulaire et moléculaire Il s’agit essentiellement des premières méthodes de sexage.
Coloration à partir de cellules sanguines
Cette méthode repose sur la présence d’un appendice du noyau cellulaire, qui n’apparaît que dans les leucocytes polynucléaires ou granulocytes de la femelle. Ce test nécessite d’effectuer un frottis sanguin, de le colorer avec une coloration de MayGrümwald-Giemsa ou une coloration de Wright et d’observer ensuite au microscope à immersion. On recherche alors la présence de cet appendice appelé « drumstick » en anglais (baguette de tambour en français). L’inconvénient de cette méthode est que cette excroissance n’existe que dans seulement 3 à 4 % des polynucléaires de la femelle et que les mâles peuvent présenter exceptionnellement un diverticule nucléaire avec une fine tige qui peut être confondu avec ce « drumstick » (Wurster et al., 1970 ; Lécu, 2000).
Coloration à partir de cellules de la muqueuse buccale
Cette méthode se base sur la présence du corpuscule de Barr dans les cellules de Mammifères femelles. Lors de l’interphase, l’un des deux chromosomes X de la femelle est inactif et se condense. Il est alors souvent apparent et sa chromatine condensée prend le nom de « corpuscule de Barr ». Le mâle ne possédant qu’un seul chromosome X, il est de ce fait toujours actif et ne se condense pas. Dans quasiment tous les tissus de la femelle, les cellules présentent un chromosome interphasique X condensé visible, mais dans des pourcentages variables suivant le type de tissu. Pour identifier le corpuscule de Barr chez la femelle Crocuta crocuta, Wurster et al. (1970) utilisèrent les cellules de la muqueuse buccale et une coloration de CarbolFuchsin. Le corpuscule de Barr apparaît comme une petite masse triangulaire ou semi circulaire, très dense, située contre la membrane nucléaire. A l’aide d’un microscope à immersion, on compte le pourcentage de cellules possédant un corpuscule. Si ce pourcentage est supérieur à 3%, l’animal peut être sexé comme femelle. Avec cette méthode, le pourcentage moyen de corpuscules observés chez une femelle hyène tachetée est de 35%. On ne dépasse guère les 2% de comptages faussement positifs chez les mâles (Wurster et al., 1970).
Coloration à partir de follicules pileux
le test Olympia Yost (1977) a repris cette méthode mise au point sur les Primates et l’a appliqué aux hyènes tachetées du zoo d’Amsterdam, aux sexes déjà connus. Il s’agit ici aussi de mettre en évidence le corpuscule de Barr dans les cellules femelles, mais cette fois sur les cellules de la gaine externe du follicule pileux. Cette technique possède plusieurs avantages : la récolte de poils est plus aisée que celle de sang ou de cellules buccales, il n’est pas nécessaires d’anesthésier l’animal. De plus une faible quantité d’échantillons est suffisante : un bulbe pileux fournit une centaine de noyaux cellulaires valables. Le facteur limitant de ce test est le temps : l’échantillon n’est plus utilisable passé 30 minutes (Yost, 1977 ; Lécu, 2000).
Caryotypes La visualisation du caryotype
fournit un résultat fiable à 100%. Cependant sa mise en œuvre est fastidieuse. Rappelons que le nombre de chromosomes chez le lycaon est 2n = 78 (Radinsky, 1973) et celui chez les Hyénidés est 2n = 40 (Koehler et Richardson, 1990). L’échantillon est une biopsie cutanée ou musculo-cutanée, afin de récolter des fibroblastes (Wurster et Gray, 1967). On peut aussi travailler sur des cellules sanguines (Langhe et Rane, 1995 ; Wurster et Gray, 1967). Le traitement de l’échantillon est très délicat puisque l’on doit assurer la survie des cellules. Ainsi, faut-il éviter toute contamination lors de la biopsie qui empêcherait survie et multiplication cellulaires (Lécu, 2000).
Méthodes de sexage moléculaire par RFLP (restriction fragment length polymorphism) Schwerin et Pitra (1994) ont prélevé le sang de 4 hyènes tachetées de sexes connus et en ont extrait l’ADN. Ils ont ensuite réalisé une amplification par PCR des séquences ZFX (présente sur le chromosome X) et ZFY (présente sur le chromosome Y) hautement conservées dans diverses espèces de mammifères. Ils ont mis en évidence par séquençage un polymorphisme entre ces deux séquences et ont pu ainsi choisir des enzymes de restriction permettant de différencier les deux séquences. Ils ont testé leur méthode sur 3 individus de sexes inconnus et ont déterminé qu’il s’agissait de 3 mâles.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : Les hyènes et le lycaon, des espèces en danger
1. Taxonomie
1.1. Les hyènes
1.2. Le lycaon
2. Caractéristiques générales
2.1. Morphologie
2.1.1. Les hyènes
2.1.1.1. La hyène tachetée (Crocuta crocuta)
2.1.1.2. La hyène rayée (Hyaena hyaena)
2.1.1.3. La hyène brune (Hyaena brunnea)
2.1.1.4. Le protèle (Proteles cristatus)
2.1.2. Le lycaon (Lycaon pictus)
2.2. Habitat
2.2.1. Les hyènes
2.2.1.1. La hyène tachetée
2.2.1.2. La hyène rayée
2.2.1.3. La hyène brune
2.2.1.4. Le protèle
2.2.2. Le lycaon
2.3. Organisation sociale
2.3.1. Les hyènes
2.3.1.1. La hyène tachetée
2.3.1.2. La hyène rayée
2.3.1.3. La hyène brune
2.3.1.4. Le protèle
2.3.2. Le lycaon
3. Répartition géographique et statut
3.1. Historique, répartition géographique, effectifs et menaces
3.1.1. Les hyènes
3.1.1.1. La hyène tachetée
3.1.1.2. La hyène rayée
3.1.1.3. La hyène brune
3.1.1.4. Le protèle
3.1.2. Le lycaon
3.2. Statut
DEUXIEME PARTIE : La physiologie sexuelle
1. Anatomie de l’appareil génital
1.1. Anatomie de l’appareil génital femelle
1.1.1. Anatomie du tractus reproducteur
1.1.1.1. Les hyènes
1.1.1.1.1. La hyène tachetée
1.1.1.1.2. La hyène rayée
1.1.1.1.3. La hyène brune
1.1.1.1.4. Le protèle
1.1.1.2. Le lycaon
1.1.2. Le tissu mammaire
1.1.3. Le placenta
1.2. Anatomie de l’appareil génital mâle
1.2.1. Les hyènes
1.2.1.1. La hyène tachetée
1.2.1.2. La hyène rayée
1.2.1.3. La hyène brune
1.2.1.4. Le protèle
1.2.2. Le lycaon
2. La gamétogenèse
2.1. La folliculogenèse
2.2. La spermatogenèse
3. Puberté et maturité sexuelle
4. Saisonnalité de la reproduction
4.1. Les hyènes
4.1.1. La hyène tachetée
4.1.2. La hyène rayée
4.1.3. La hyène brune
4.1.4. Le protèle
4.2. Le lycaon
5. Cycles ovarien et œstral
5.1. Le cycle ovarien
5.2. Le cycle œstral
5.2.1. Les hyènes
5.2.1.1. La hyène tachetée
5.2.1.2. La hyène rayée
5.2.1.3. La hyène brune
5.2.1.4. Le protèle
5.2.2. Le lycaon
6. Profil hormonal au cours du cycle
6.1. Les hyènes
6.1.1. La hyène tachetée
6.1.1.1. Relaxine
6.1.1.2. Progestérone
6.1.1.3. Oestradiol
6.1.1.4. Prolactine
6.1.2. La hyène brune
6.2. Le lycaon
6.2.1. Chez les femelles
6.2.2. Chez les mâles
7. Accouplement
7.1. Les hyènes
7.1.1. La hyène tachetée
7.1.2. La hyène rayée
7.1.3. La hyène brune
7.1.4. Le protèle
7.2. Le lycaon
8. Gestation, parturition et élevage des jeunes
8.1. Gestation
8.2. Parturition
8.2.1. La hyène tachetée
8.2.2 La hyène rayée
8.2.3. La hyène brune
8.2.4. Le lycaon
8.3. Elevage des petits
8.3.1. Les hyènes
8.3.1.1. La hyène tachetée
8.3.1.2. La hyène rayée
8.3.1.3. La hyène brune
8.3.1.4. Le protèle
8.3.2. Le lycaon
9. Pathologie de la reproduction
9.1. Chez les femelles
9.1.1. Dystocie
9.1.2. Carcinome mammaire et autres tumeurs
9.1.3. Pyomètre
9.1.4. Kyste folliculaire
9.2. Chez les mâles
TROISIEME PARTIE : La reproduction assistée
1. Sexage des individus
1.1. Méthodes de sexage non cellulaires
1.1.1. Méthode non invasive : le sexage visuel
1.1.1.1. La forme du gland
1.1.1.2. Le scrotum
1.1.1.3. Le profil ventral
1.1.2. Sous anesthésie générale
1.1.2.1. Observations et mesures
1.1.2.2. L’échographie
1.2. Méthodes de sexage cellulaires et moléculaires
1.2.1. Coloration à partir de cellules sanguines
1.2.2. Coloration à partir de cellules de la muqueuse buccale
1.2.3. Coloration à partir de follicules pileux : le test Olympia
1.2.4. Caryotypes
1.2.5. Méthodes de sexage moléculaire par RFLP
2. Evaluation de la fonction de reproduction
2.1. Evaluation de la fonction de reproduction chez les femelles
2.1.1. Détection de l’œstrus et de l’ovulation
2.1.1.1. Les observations comportementales
2.1.1.1.1. Chez les hyènes
2.1.1.1.1.1. La hyène tachetée
2.1.1.1.1.2. La hyène rayée
2.1.1.1.1.3. La hyène brune
2.1.1.1.1.4. Le protèle
2.1.1.1.2. Le lycaon
2.1.1.2. La cytologie vaginale
2.1.1.2.1. Réalisation pratique d’un frottis vaginal et coloration
2.1.1.2.2. Interprétation
2.1.1.3. Les dosages hormonaux
2.1.1.3.1. Dosage dans le sang
2.1.1.3.2. Dosage dans les fèces et dans l’urine
2.1.1.4. La laparoscopie
2.1.1.5. L’échographie
2.1.1.5.1. Protocole
2.1.1.5.2. Résultats
2.1.2. Diagnostic de gestation
2.1.2.1. Par observations morphologiques
2.1.2.2. Par échographie
2.1.2.3. Par dosages hormonaux
2.2. Evaluation de la fertilité chez les mâles
2.2.1. Examen externe des organes reproducteurs
2.2.2. Caractéristiques de l’éjaculat
2.2.2.1. Récolte de la semence par électroéjaculation
2.2.2.1.1. Principe de la technique
2.2.2.1.2. Anesthésie
2.2.2.1.3. Matériel
2.2.2.1.4. Protocoles
2.2.2.2. Analyse de la semence
2.2.2.2.1. Volume et pH de l’éjaculat
2.2.2.2.2. Concentration
2.2.2.2.3. Mobilité et mobilité progressive
2.2.2.2.4. Morphologie des spermatozoïdes
2.2.2.2.5. Intégrité de la membrane plasmique
3. Gestion de la reproduction en captivité
3.1. Les hyènes 3.1.1. La hyène tachetée
3.1.2. La hyène rayée 3.1.3. La hyène brune
3.1.4. Le protèle 3.2. Le lycaon
3.2.1. Gestion d’un élevage de lycaons
3.2.2. La contraception
4. Reproduction assistée au sens strict
4.1. Induction des chaleurs et de l’ovulation
4.2. Les différents types d’utilisation de la semence
4.2.1. Utilisation en semence fraîche
4.2.2. Utilisation en semence réfrigérée
4.2.3. Utilisation en semence congelée
4.2.3.1. Protocoles de congélation et de décongélation
4.2.3.2. Résultats 4.3. Insémination artificielle (IA)
4.4. Autres méthodes de reproduction assistée
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES
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