Soutenance mémoire
LES DIFFERENTES TECHNIQUES D’ANESTHESIE
Le système porte rénal
Les vertébrés non mammifères possèdent une vascularisation rénale particulière. Ils disposent d’un système porte rénal qui draine le sang des membres pelviens et de la queue vers le parenchyme rénal, plus précisément vers les tubules rénaux3, 9, 13, 29, 54. Pour cette particularité, certains auteurs déconseillent l’injection de médicaments dans ces parties du corps, car il serait probable que ces xénobiotiques arrivent directement au rein. Les conséquences en seraient alors une élimination plus rapide pour les molécules à élimination rénale et un risque de toxicité accru lors d’injection de molécules néphrotoxiques44,.
Cependant, il ne s’agit là que d’hypothèses. Même si l’existence d’un système porte rénal semble constante chez les reptiles, le drainage veineux de la partie caudale de l’animal ne semble pas transiter systématiquement par le rein. Chez la tortue à tempes rouges (Trachemys scripta elegans) comme chez l’iguane vert, le flux veineux des membres pelviens contourne le rein et aboutit dans la veine abdominale ventrale9,. Le flux veineux en provenance de la queue entre directement dans le parenchyme rénal au niveau des tubules via le système porte rénal chez l’iguane vert9. Chez Trachemys scripta elegans (Tortue à tempes rouges ou encore tortues de Floride), ce flux se dirige vers le système porte rénal ou vers le système porte hépatique.
Cette observation sous-entend l’existence d’un système de régulation original du flux sanguin dans le système porte rénal. A l’encontre de la recommandation précédente, Holtz a montré chez Trachemys scripta elegans que l’existence de ce système vasculaire modifie de façon peu significative la pharmacocinétique des xénobiotiques à excrétion rénale, qu’ils soient injectés dans un membre pelvien ou un membre thoracique42. De même, la demi-vie plasmatique de la gentamicine injectée par voie intramusculaire chez la tortue boîte n’est pas significativement différente qu’elle soit injectée dans un membre pelvien ou un membre thoracique (Terrapene carolina carolina)5. En outre, malgré l’existence de ce système porte rénal, pour que cette précaution soit pertinente, il faudrait connaître les voies d’élimination de chaque drogue chez les reptiles, ce qui n’est pas fait à l’heure actuelle.
Catalepsie, hypnose, manoeuvres vagales…
L’immobilisation des reptiles utilise nombre de techniques empiriques dont les résultats cliniques sont généralement de très courte durée et de faible intensité. En exerçant une pression sur les globes oculaires de certains lézards, on obtient une hypotension et une bradycardie qui immobilisent l’animal. Ce dernier récupère son état de conscience à la moindre stimulation auditive ou tactile52. De même, le fait de claquer violemment la mâchoire des crocodiliens entraîne un état de catalepsie transitoire52. La mise sur le dos de certains lézards et crocodiliens, ainsi que le fait de leur couvrir les yeux avec un bandeau, entraînent leur immobilisation. Lorsqu’on additionne les deux dernières techniques on parle alors d’ »hypnose », mais là encore l’animal récupère son état de vigilance à la moindre stimulation52. Toutes ces techniques sont en fait à ranger dans les livres d’histoire naturelle. A notre époque où l’éthique tient une place grandissante, il semble impossible d’utiliser de telles techniques qui n’ont pas d’effets analgésiques et restent très stressantes pour les animaux. Les reptiles sont des animaux très sensibles au stress. Il peut déclencher chez eux de nombreuses affections et troubles du comportement (ex : anorexie).
Ces manipulations peuvent aussi être dangereuses pour l’animal puisqu’elles entraînent des bradycardies et des hypotensions, mais surtout pour le manipulateur, lorsqu’il a en face de lui un animal venimeux ou un animal de grande taille et de grande puissance. Enfin, ces techniques ont un effet très variable selon les individus et s’avèrent peu reproductibles.
Posologie
Les posologies sont très variables selon les auteurs. Le tableau 5 ci-dessous résume les posologies décrites dans les articles les mieux documentés de la littérature vétérinaire. Les effets de la gallamine et de l’atracurium sont réversibles avec de la néostigmine27, 51, 52 ( 0,03 à 0,06 mg/kg IM après utilisation de gallamine et 0,05 mg/kg IM après une injection d’atracurium ). La récupération est alors rapide : de 5 à 40 min27, 51. On peut aussi combiner l’atropine à 0,01-0,02 mg/kg en IM pour antagoniser l’effet bradycardisant de la néostigmine. Il n’existe pas d’agent antagoniste de la succinylcholine. La récupération dépend uniquement de l’excrétion urinaire de l’animal. L’utilisation du d-Tubocurarine n’a été recensée qu’une fois chez un crocodilien, mais en association avec des barbituriques59. Il est donc impossible de définir des doses. Il est en général admis que l’utilisation de la gallamine plus de deux fois chez le même crocodilien augmente les risques de mortalité.
Cependant Loveridge décrit l’immobilisation d’un crocodile du Nil huit fois en six ans avec la gallamine51. La récupération après une immobilisation aux curares est assez rapide. L’immobilisation ne dure que quelques heures en moyenne (3 h) avec de la succinylcholine qui est un curare à action très rapide27, 51, 68. Une douzaine d’heures de récupération sont nécessaires avec la gallamine et 6 heures environ avec l’atracurium27. La succinylcholine est utilisée avec grand succès chez les crocodiliens, notamment chez l’alligator37. Aux doses proposées (Tableau N°5), la succinylcholine n’entraîne pas de blocage des muscles intercostaux et l’animal ventile spontanément68. Pour les autres curares, les arrêts respiratoires sont plus fréquents notamment avec la gallamine7, 51. Quelle que soit la molécule utilisée, il est essentiel de disposer du matériel pour intuber et ventiler l’animal. Les curares ne doivent pas, pour des raisons éthiques, être utilisés seuls pour réaliser une manipulation douloureuse ou une chirurgie.
En pratique, il est possible de débuter une anesthésie après l’immobilisation, soit avec un anesthésique volatil12,51, soit avec un anesthésique injectable tel que la kétamine. Spiegel recommande l’utilisation de diazépam en association avec la succinylcholine chez l’Alligator américain (diazépam 0,37 mg/kg IM 20 minutes avant la succinylcholine 0,24 mg/kg)27, 68. Cette combinaison permettrait l’utilisation d’une plus faible dose de curare, diminuerait les contractures musculaires et enfin entraînerait une sédation qui réduit le stress engendré chez l’animal incapable de se déplacer.
Le sévoflurane
Pour certains auteurs, le sévoflurane est un anesthésique d’avenir qui risque de supplanter l’isoflurane. En effet, l’induction et le réveil sont plus rapides qu’avec l’isoflurane. Il existe très peu de publications sur son utilisation chez les reptiles. Il a été utilisé chez une espèce de tortue terrestre Gopherus agassizii60. Tous les individus pesaient moins de 5 kg. Après l’intubation des animaux vigiles on a administré 3-7% de sévoflurane avec un débit de gaz vecteur de 1 L/min via un circuit non réinhalatoire de Bain. La durée d’induction dans cette espèce a été de 3 minutes en moyenne et la récupération (après une durée d’anesthésie moyenne de 105 minutes) de 30 minutes environ.
L’anesthésie au sévoflurane induit une légère hypotension mais le rythme cardiaque n’est pas significativement modifié, et les valeurs de la natrémie, la kaliémie et la calcémie ne sont pas modifiées par l’anesthésie60. Le sévoflurane est encore peu évalué chez les reptiles, mais son utilisation semble prometteuse. Sa solubilité dans le sang étant encore plus faible que celle de l’isoflurane les 7 3 vitesses d’induction et de réveil sont plus grandes. Cependant, cette grande vitesse de réveil et d’induction demande une surveillance accrue de la profondeur d’anesthésie. Les risques d’intoxication rapide ou de réveil en cours d’anesthésie ne doivent pas être négligés. De plus, son coût de revient très élevé promet encore de beaux jours à l’utilisation de l’halothane et de l’isoflurane en médecine vétérinaire.
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Table des matières
TABLE DES MATIERES
INTRODUCTION PARTIE 1 : PARTICULARITES ANATOMIQUES ET PHYSIOLOGIQUES DES REPTILES ET CONSEQUENCES SUR L’ANESTHESIE
I. L’appareil respiratoire
A. Le larynx
B. La trachée
C. Les poumons
D. Les autres zones d’échanges gazeux
E. Mécanisme de la ventilation
F. Métabolisme anaérobie
II. Le système porte rénal
III. La thermorégulation
IV. Les voies d’administration
A. La voie sous-cutanée (SC)
B. La voie intramusculaire (IM)
1. Choix de la zone d’injection
2. Différents sites possibles
C. La voie intraveineuse (IV)
1. Les différentes voies veineuses
2. L’injection intracardiaque (IC) D. La voie intraosseuse (IO)
1. Matériel
2. Technique
E. La voie intracoelomique (ICe)
PARTIE 2 : LES DIFFERENTES TECHNIQUES D’ANESTHESIE
I. Les techniques ancestrales ou anecdotiques
A. Catalepsie, hypnose, manoeuvres vagales
B. Anesthésie par le froid
C. L’électroanesthésie de l’iguane vert
D. L’éther et le chloroforme
E. Le méthoxyflurane
II. L’examen pré-anesthésique et la prémédication
A. L’examen pré-anesthésique général
B. Les examens complémentaires
C. Correction des paramètres biochimiques
D. La perfusion per-anesthésique
E. Le jeûne pré-anesthésique
F. La prémédication
1. Anticholinergiques
2. Phénothiazines
3. Benzodiazépines
4. Les agonistes
2-adrénergiques
III. Les anesthésiques injectables
A. Les anesthésiques injectables : avantages et inconvénients
B. L’uréthane
C. Les barbituriques
1. Voies d’administration utilisables
2. Métabolisme et élimination
3. Posologie
4. Effets secondaires et inconvénients
5. Conclusion
D. Les anesthésiques dissociatifs
1. La kétamine
1.1. Voies d’administration utilisables
1.2. Métabolisme et élimination
1.3. Posologie
1.3.1. L’induction
1.3.2. L’entretien
1.3.3. Les différentes associations possibles avec la kétamine
1.4. Effets secondaires et inconvénients
1.5. Conclusion
2. L’association tilétamine / zolazépam
2.1. Particularités et différences par rapport à la kétamine
2.2. Métabolisme et élimination
2.3. Posologie, effets secondaires et inconvénients
2.4. Conclusion
E. Le propofol
1. Voies d’administration utilisables
2. Métabolisme et élimination
3. Posologie
4. Effets secondaires et inconvénients
5. Conclusion
F. L’étorphine
1. Voies d’administration utilisables
2. Métabolisme et élimination
3. Posologie
4. Effets secondaires et inconvénients
5. Conclusion
G. Alphadolone/alphaxalone
1. Voies d’administration utilisables
2. Métabolisme et élimination
3. Posologie
4. Effets secondaires et inconvénients
5. Conclusion
H. Les curares
1. Particularités des curares
2. Voies d’administration utilisables
3. Mécanisme d’action
4. Posologie
5. Effets secondaires et inconvénients
6. Conclusion
IV. Les anesthésiques volatils
A. Les anesthésiques volatils : avantages et inconvénients
B. Les modes d’administration
1. Choix du circuit
2. La cage à induction
2.1. « Open-drop method »
2.2. Cage à induction reliée à un vaporiseur
3. L’anesthésie au masque
4. L’intubation endotrachéale
4.1. Le matériel
4.2. Réalisation
4.3. Particularités
C. L’halothane
1. Dose
2. Métabolisme et élimination
3. Effets secondaires et inconvénients
4. Conclusion
D. L’isoflurane
1. Dose
2. Métabolisme et élimination
3. Effets secondaires et inconvénients
4. Conclusion
E. Le sévoflurane
F. Le protoxyde d’azote
PARTIE 3 : SURVEILLANCE DE L’ANESTHESIE CHEZ LES REPTILES
I. Profondeur de l’anesthésie générale
A. Les paramètres respiratoires et cardiovasculaires
B. La myorelaxation
C. Evaluation de la profondeur de l’anesthésie par les réflexes
II. La surveillance cardiovasculaire et respiratoire
A. Surveillance de la fonction respiratoire
B. La surveillance cardiaque
1. Le stéthoscope
2. L’ECG
3. Utilisation du doppler
C. L’oxymétrie de pouls
D. La capnographie
III. Réanimation et soins post-anesthésiques
A. Réanimation en cas d’accident anesthésique.
1. Massage cardiaque
2. La ventilation assistée
3. Les analeptiques respiratoires
B. Les soins post-anesthésiques
1. Fluidothérapie
2. Analgésie
3. Lieu du réveil
4. Température CONCLUSION
ANNEXE I :LES ANESTHESIQUES INJECTABLES CHEZ LES REPTILES.
ANNEXE II : QUELQUES PROTOCOLES ANESTHESIQUES
TABLE DES ILLUSTRATIONS
BIBLIOGRAPHIE
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