Soutenance mémoire
I. INTRODUCTION
II. PRESENTATION DE LA REUNION
II.1. Géographie
II.2. Climat
II.3. Démographie
II.4. Populations
III. L’EPIDEMIE DE CHIKUNGUNYA
IV. LE VIRUS CHIKUNGUNYA
IV.1. Historique
IV.2. Description du virus Chikungunya
IV.3. Le vecteur du virus Chikungunya
IV.4. Le réservoir du virus Chikungunya
IV.5. Le mode de transmission
IV.6. Les différentes formes de l’infection à virus Chikungunya
IV.6.1. Forme classique
IV.6.2. Formes graves
IV.6.3. Formes asymptomatiques
IV.6.4. Formes de l’enfant
IV.7. Diagnostic biologique du virus Chikungunya
IV.7.1. Diagnostic spécifique
IV.7.1.1. RT-PCR
IV.7.1.2. Sérologie
IV.7.2. Diagnostic non spécifique
IV.8. Traitement
IV.8.1. A la phase aiguë
IV.8.2. A la phase chronique
IV.9. Prévention
IV.9.1. Au niveau individuel
IV.9.2. Au niveau collectif
V. PRESENTATION DE L’ETUDE
V.1. Objectifs
V.2. Méthode utilisée
V.2.1. Lieu de l’étude
V.2.2. Critères d’inclusion des patients
V.2.3. Méthode de recueil
V.2.4. Informations collectées
V.3. Résultats
V.3.1. Grossesses s’étant terminées avant 22 semaines d’aménorrhée
V.3.2. Grossesses s’étant terminées après 22 semaines d’aménorrhée
V.3.3. Description des 19 nouveaunés ayant contracté le virus Chikungunya par transmission materno-fœtale
V.3.4. Caractéristiques cliniques des cas d’infection materno-fœtale (IMF) à Chikungunya prouvée
VI. DISCUSSION
VI.1. Grossesses s’étant terminées avant 22 semaines d’aménorrhée
VI.2. Grossesses s’étant terminées après 22 semaines d’aménorrhée
VI.3. Chikungunya néonatal
VI.4. Arboviroses et infections materno-fœtales
VI.4.1. Virus de la famille des Flaviviridae genre flavivirus
VI.4.1.1 La dengue
VI.4.1.2 La fièvre jaune
VI.4.1.3 Le West Nile virus
VI.4.1.4 L’encéphalite japonaise
VI.4.2. Virus de la famille des Togaviridae genre alphavirus
VI.4.2.1 Le Ross River virus
VI.4.2.2 Le Semliki forest virus
VI.4.2.3 Virus de l’encéphalopathie équine de l’Ouest (Western Equine encephalitis virus)
VII. CONCLUSION
VIII. BIBLIOGRAPHIE
IX. ANNEXES
Annexe 1: Score d’Apgar
Annexe 2 : Recommandations de l’Agence Française de Sécurité Sanitaire des Produits de Santé (AFSSAPS) concernant les produits répulsifs
Annexe 3 : œdèmes des pieds et des mains
Annexe 4 : éruption cutanée
Annexe 5 : lésions dyschromiques
Annexe 6 : Imageries cérébrales par résonance magnétique
SERMENT D’HIPPOCRATE
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Le vecteur du virus Chikungunya :
En zones urbaines, (où sont décrites la majorité des épidémies), la maladie se transmet d’homme à homme par l’intermédiaire de moustiques du genre Aedes notamment (Aedes aegypti, A. albopictus, A. polynesiensis). Le Culex et exceptionnellement l’Anophèle ont également été identifiés comme vecteurs.
En ce qui concerne l’épidémie apparue à la Réunion, le moustique suspecté d’être le vecteur est uniquement Aedes albopictus. (Ordre: Diptera, Famille:
Culicidae, Sous-Famille: Culicinae (33 genres), Genres: Aedes).
L’Aedes a un corps divisé en trois parties :
– une paire d’antennes, une longue trompe
– trois paires de pattes striées de blanc, une seule paire d’ailes et une paire de balanciers,
– un corps recouvert d’écailles décorées de taches blanches ou argentées.
Mâles et femelles se différencient notamment par la forme de leurs antennes, plus épaisses et plus fournies pour les femelles. Aedes est tigré de noir et blanc.
Il mesure de 8 à 10 millimètres.
Le mode de transmission :
La transmission se fait par piqûre d’arthropode (Aedes albopictus) qui est le vecteur, avec atteinte tour à tour d’un arthropode puis d’un vertébré.
Seules les femelles adultes piquent. Elles s’infectent en absorbant du sang de personnes en phase de virémie et transmettent la maladie à un sujet sain après 9 à 14 jours d’incubation, temps nécessaire à la réplication et à la dissémination du virus dans leur organisme (incubation extrinsèque) [36]. Elles piquent surtout en QuickTime™ et un décompresseur TIFF (non compressé) sont requis pour visionner cette image. 26 début de journée et en fin d’après-midi, leur activité ne cesserait cependant pas la nuit. Les femelles restent infectantes toute leur vie qui dure de 4 à 10 semaines. Les insectes mâles ne sont pas hématophages et ne se nourrissent que de nectar et de jus de végétaux sucrés. Ils ne transmettent donc pas le virus à l’homme. Sur place, les moustiques ont une dispersion limitée, en moyenne 50 à 100 mètres par jour et non plusieurs kilomètres, comme les Anophèles vecteur du paludisme. On se fait donc piquer par les Aedes qu’on « élève » autour de nous.
Formes asymptomatiques :
Des enquêtes sérologiques réalisées dans la population générale en période épidémique sont en faveur de formes sans expression clinique. Deux études sont en cours pour évaluer la proportion des formes asymptomatiques.
La première étude réalisée au sein du personnel du service des urgences du Groupe Hospitalier Sud Réunion en février 2006 sur 117 personnes retrouve un 28 taux de 2,5 % de personnes asymptomatiques. L’étude de Fritel retrouve un taux de 10 à 15 % de personnes asymptomatiques.
Informations collectées :
Les femmes enceintes peuvent être infectées par le virus Chikungunya quelque soit le terme de la grossesse. Le tableau clinique est celui de la forme habituelle: fièvre élevée, arthralgies intenses et atteintes cutanées possibles (éruptions).
En cas de suspicion clinique, le diagnostic d’infection à Chikungunya est confirmé en phase virémique par amplification génomique (RT-PCR), puis par immunologie : recherche d’immunoglobine de type IgM anti-CHIKV. Dans un premier temps, les prélèvements ont été envoyés au Centre National de Référence (CNR) des Arboviroses de l’Institut Pasteur de Lyon. A partir de novembre 2005, les prélèvements de RT-PCR ont été analysés au laboratoire de virologie du GHSR avec contrôle systématique au CNR de Lyon. (La technique d’analyse de RT-PCR pour l’infection à Chikungunya, utilisée par le laboratoire de virologie du GHSR a été validée par le CNR). La sérologie IgM anti-CHIKV a été effectuée au laboratoire de virologie du GHSR à partir de décembre 2005.
Le sérodiagnostic (IgM anti-CHIKV) et/ou la RT-PCR CHIKV ont été réalisés uniquement chez les femmes présentant un tableau d’infection à CHIKV et chez celles consultant pour mort fœtale in utero (MFIU).
Tous les nouveau-nés, nés de mère ayant fait une infection à CHIKV pendant la grossesse, quelque soit le terme au moment de l’infection, ont bénéficié d’un prélèvement pour sérodiagnostic IgM et RT-PCR.
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