Soutenance mémoire
LE COLZA ET LE TOURNESOL
FILIERE OLEAGINEUSE ET CONTEXTE GENERAL
Les plantes oléagineuses, telles le colza, le tournesol et le soja, sont cultivées pour la richesse en huile de leurs graines mais aussi pour leurs coproduits, appelés tourteaux, formés après trituration. Les huiles issues de ces plantes oléagineuses sont principalement utilisées en alimentation humaine mais aussi en chimie verte, notamment pour la production de biocarburants, de lubrifiants et d’autres molécules plateforme. Quant aux tourteaux d’oléagineux, ils sont principalement destinés à l’alimentation animale en raison de leur forte teneur en protéines. Dans le monde, la production d’oléagineux a considérablement augmenté ces dernières années pour répondre à la forte demande en huiles végétales mais aussi en protéines. Les principaux producteurs de graines oléagineuses dans le monde sont les Etats-Unis avec 23% du marché.
En 2017, les principales graines oléagineuses produites dans le monde ont été le soja (60%), suivi du colza (12%) et du tournesol (8%) (USDA, 2018). Au cours des années 1970, l’embargo décrété par les Etats-Unis sur les exportations de soja a contraint exploitants agricoles, industriels et pouvoirs publics français à se doter d’une filière des huiles et protéines végétales. Cette filière est aujourd’hui structurée autour de quatre organismes complémentaires : la FOP (Fédération Française des Producteurs d’Oléagineux et de Protéagineux), Terres Univia (Interprofession des huiles et protéines végétales), Terres Inovia (Institut technique de recherche et développement des professionnels de la filière des huiles protéines végétales et de la filière chanvre) et SOFIPROTEOL (Société de financement et de développement de la filière des huiles et des protéines). L’objectif de cette filière est de réaliser une valorisation concomitante de tous les produits issus des productions oléagineuses, aussi bien l’huile (un tiers est actuellement valorisé en alimentation humaine, et deux tiers en carburant renouvelable) que les tourteaux afin de diminuer la forte dépendance nationale aux protéines de soja.
MORPHOLOGIE ET COMPARTIMENTATION DES GRAINES DE COLZA ET DE TOURNESOL
Les graines des plantes, telles que les graines de colza et de tournesol, possèdent des structures très complexes, globalement organisées en trois compartiments : (1) l’embryon, constitué du (ou des) cotylédon(s), de l’hypocotyle et de la radicule, (2) l’endosperme et (3) le tégument qui couvre l’embryon et l’endosperme. De façon plus simplifiée, les graines de colza et de tournesol peuvent être décrites comme une amande (constituées de l’embryon et de l’endosperme) recouverte par un tégument qui lui confère une protection contre les contraintes extérieures. Dans le cas du colza, la graine de morphologie sphérique est constituée d’une amande de couleur jaune claire qui est entourée par un tégument de couleur noire, appelé pellicule (Figure 3-A, 3-D et 3-E). Après maturité des graines, l’endosperme se dégrade et la pellicule enveloppe fermement l’embryon rendant ainsi la séparation de la pellicule et de l’amande très difficile (Hu et al., 2013). En revanche, la graine de tournesol possède une morphologie ovale et le tégument de couleur noire, nommé coque, recouvre une amande de couleur gris claire (Figure 3-B, 3-F et 3-G). Contrairement à la pellicule de colza, la coque de tournesol est constituée de différentes couches fibreuses qui les séparent de l’embryon (Figure 3-C). Cette caractéristique de la coque de tournesol permet que le décorticage de la graine soit plus facile par rapport au dépelliculage de la graine de colza (Lindström et al., 2007). Les corps lipidiques (environs 2 μm de diamètre) et les corps protéiques (environs 4 μm de diamètre) sont synthétisés et accumulés dans les amandes de colza et de tournesol (Figure 4). Ces amandes constituent 80-85% du poids de la graine du colza et 75-80% du poids de la graine de tournesol (Carré et al., 2016; Pedrosa et al., 2000).
Les tourteaux comme sources de protéines
Pendant l’année 2016, la France a produit 2,6 Mt et 0,680 Mt de tourteaux de colza et de tournesol respectivement (Terres Univia, 2016). Ce sont des matières premières très hétérogènes, composés de plusieurs familles moléculaires comme le montre la Figure 5. Les tourteaux ont des concentrations relativement élevées en protéines avec 34% pour le colza (Figure 5-A) et 28% pour le tournesol (Figure 5-B), ce qui justifie leur utilisation en alimentation animale. Dans le cas du tournesol le décorticage de ces graines avant trituration permet d’améliorer leur teneur en protéine (Figure 5-C). Par contre, comme dit précédemment dans la partie 2.2, le dépelliculage des graines de colza et très difficile et n’est pas réalisé à l’échelle industrielle car il entraine une perte considérable de sa fraction lipidique (Carré et al., 2016). Enfin, le tourteau de colza est principalement utilisé pour l’alimentation des ruminants, plus particulièrement des bovins, tandis que le tourteau de tournesol est une matière première plus polyvalente et peut être utilisé pour l’alimentation des ruminants, des porcs et des volailles (source : Terres Univia).
Globalement, les protéines des tourteaux d’oléagineux présentent un profil équilibré en acides aminés essentiels. Dans le cas du colza, les principales protéines de stockage sont les cruciférines et les napines qui représentent 85-90% des protéines totales (Campbell et al., 2016). Les cruciférines sont des globulines 12S riches en glutamine, asparagine et arginine utilisées comme réserves azotées. Cependant, elles ont des teneurs faibles en acides aminés soufrés. A l’inverse les napines sont des protéines riches en albumines 2S, protéines hétérogènes riches en acides aminés soufrés tels la cystéines et la méthionine, mais aussi en acides aminés essentiels comme la lysine (Von Der Haar et al., 2014). Dans le cas du tournesol, les principales protéines de stockage sont des globulines 11S (hélianthinine) et des albumines 2S (SFA) qui représentent environ 90% des protéines totales (González-Pérez and Vereijken, 2007). Les albumines de tournesol sont des protéines riches en acides aminés soufrés mais à faible teneur en acides aminés essentiels, ce qui limite leur qualité nutritionnelle (Weisz et al., 2009).
Propriétés antioxydantes et antiradicalaires
Les propriétés antioxydantes et antiradicalaires de ces composés sont dues à la présence d’un ou plusieurs groupements hydroxyle sur leur(s) cycle(s) aromatique(s). Elles résultent de divers mécanismes d’action, les plus importants étant la réduction des radicaux libres par transfert d’atomes d’hydrogène à partir des hydroxyles phénoliques ou par don d’électron de ces derniers lorsqu’ils se trouvent sous forme phénolate en conditions de pH élevé. Cette réactivité des hydroxyles phénoliques dépend de la présence ou non de structures permettant une délocalisation des électrons par effets mésomères et la stabilisation ultérieure du radical phénoxy (Laguerre et al., 2013). C’est le cas des acides hydroxy cinnamiques, tels que l’acide sinapique et l’acide caféique, qui possèdent une double liaison entre leur cycle aromatique et leur groupement acide carboxylique (acides α,β-insaturés), et dont quelques exemples sont présentés sur la Figure 11.
D’autres mécanismes mineurs peuvent être cités, comme la chélation des métaux de transition par les acides phénoliques et les flavonoïdes ou la désactivation de l’oxygène singulet 1O par les tocophérols (Khokhar and Owusu Apenten, 2003; Laguerre et al., 2007; Rice-Evans et al., 1996). Notons par ailleurs que les composés phénoliques peuvent, d’une part, constituer une seconde ligne de défense en « neutralisant » les composés carbonylés produits durant l’oxydation et, d’autre part, exprimer eux-mêmes une activité pro-oxydante (Chedea et al., 2012; Halliwell, 2008; Masuda et al., 2013). Enfin, les produits d’oxydation des composés phénoliques étant rarement inertes chimiquement ils pourront avoir, suivant les circonstances, une activité antioxydante ou pro-oxydante. Il faut donc considérer l’activité antioxydante globale d’une molécule comme la résultante d’une combinaison de mécanismes, dont l’expression dépendra de la réactivité intrinsèque de la molécule, de son environnement et du devenir des espèces oxydées auxquelles elle aura donné naissance.
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Table des matières
Travaux relatifs à cette thèse
Remerciements
Liste des figures
Liste des tableaux
Liste des schémas
Liste des abréviations
INTRODUCTION GÉNÉRALE
CHAPITRE 1 : ETAT DE L’ART
1.FILIERE OLEAGINEUSE ET CONTEXTE GENERAL
2.LE COLZA ET LE TOURNESOL
2.1. UTILISATIONS PRINCIPALES DES GRAINES
2.2. MORPHOLOGIE ET COMPARTIMENTATION DES GRAINES DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.3. LES TOURTEAUX DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.3.1. Les tourteaux comme sources de protéines
2.3.2. Facteurs antinutritionnels des tourteaux de colza et de tournesol
2.3.2.1. Les fibres
2.3.2.2. Les phytates
2.3.2.3. Les glucosinolates
2.3.2.4. Les composés phénoliques
2.3.3. Caractérisation fine des composés phénoliques de la graine de colza
2.3.3.1. Les tannins condensés
2.3.3.2. Les flavonoïdes
2.3.3.3. Les acides phénoliques et leurs dérivés
2.3.4. Caractérisation fine des composés phénoliques de graine de tournesol
2.3.4.1. Les flavonoïdes
2.3.4.2. Les acides phénoliques et leurs dérivés
2.4. PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES ET BIOACTIVES DES COMPOSES PHENOLIQUES
2.4.1. Propriétés antioxydantes et antiradicalaires
2.4.2. Application des composés phénoliques à la maîtrise de l’oxydation lipidique.
3.FRACTIONNEMENT PAR VOIE SECHE DE LA BIOMASSE
3.1. ETAPE DE BROYAGE
3.2. ETAPE DE SÉPARATION
3.2.1. Tri électrostatique
3.2.2. Turbo-séparation
4.PRETRAITEMENTS ENZYMATIQUES DES MATIERES PREMIERES POUR LA LIBERATION D’ACIDES PHENOLIQUES
4.1. HYDROLYSE D’ESTERS D’ACIDES PHENOLIQUES PAR VOIE ENZYMATIQUE
4.1.1. Production des FAEs
4.1.2. Utilisation des feruloyl estérases pour la libération d’acides phénoliques
5.EXTRACTION DES COMPOSES PHENOLIQUES SIMPLES DES TOURTEAUX DE COLZA ET DE TOURNESOL
5.1. EXTRACTIONS AUX SOLVANTS
5.2. QUANTIFICATION DES COMPOSES PHENOLIQUES SIMPLES
6.LA LIPOPHILISATION COMME OUTIL POTENTIEL D’AMELIORATION DE LA CAPACITE ANTIOXYDANTE
6.2. VOIES DE SYNTHESES POUR LA LIPOPHILISATION DES COMPOSES PHENOLIQUES
6.2.1. Voie chimique
6.2.2. Voie enzymatique
6.2.3. Voie chimio-enzymatique
6.3. MISE EN EVIDENCE DE L’EFFET DE SEUIL DE L’HYDROPHOBIE SUR L’ACTIVITE ANTIOXYDANTE EN SYSTEMES LIPIDIQUES DISPERSES
6.4. EFFET DE LA LIPOPHILISATION DES ACIDES PHENOLIQUES SUR LEUR CAPACITE ANTIRADICALAIRE EN MILIEU HOMOGENE.
7.CONCLUSIONS ET OBJECTIFS
CHAPITRE 2 : MATÉRIELS ET MÉTHODES
1.MATERIELS
1.1. RÉACTIFS
1.2. MATIÈRES PREMIÈRES
2.METHODES
2.1. METHODES CHROMATOGRAPHIQUES ANALYTIQUES ET PREPARATIVES
2.1.1. Analyses par Chromatographie Liquide Haute Performance (HPLC)
2.1.1.1. Détermination des teneurs en composés phénoliques individuels et totaux dans les échantillons de colza
2.1.1.2. Détermination des teneurs en composés phénoliques individuels et totaux des échantillons de tournesol
2.1.2. Caractérisation par chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse (LC-MS) des principaux composés phénoliques dans les extraits méthanoliques de tourteaux de colza et tournesol.
2.1.3. Purification des produits d’estérification des acides sinapique et caféique avec les diols par chromatographie flash sur gel de silice
2.1.4. Analyses par résonance magnétique nucléaire (RMN)
2.2. PREPARATION DES TOURTEAUX DE COLZA ET TOURNESOL INDUSTRIELS ET NON-INDUSTRIELS
2.2.1. Préparation du tourteau de colza non-industriel
2.2.2. Préparation du tourteau de tournesol non-industriel
2.2.3. PREPARATION DE TOURTEAUX INDUSTRIELS DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.3. PROCEDES DE FRACTIONNEMENT PAR VOIE SECHE DES TOURTEAUX NON INDUSTRIELS DE COLZA ET TOURNESOL
2.3.1. Broyage ultra-fin
2.3.2. Détermination de la distribution moyenne des tailles de particules
2.3.3. Tri électrostatique
2.3.4. TURBO-SEPARATION
2.4. CARACTERISATIONS PHYSICO-CHIMIQUES DES FRACTIONS ISSUES DU FRACTIONNEMENT PAR VOIE SECHE.
2.4.1. Extraction des composés phénoliques de colza et tournesol
2.4.2. Teneur en eau
2.4.3. Teneur en cendres
2.4.4. Teneur en protéines
2.4.5. Teneur en huile
2.4.6. Teneur en lignine
2.4.7. Microscopie électronique à balayage (MEB)
2.4.8. Analyses statistiques
2.5. METHODOLOGIE D’EXTRACTION DES COMPOSES PHENOLIQUES
2.6. TRAITEMENT ENZYMATIQUES DES TOURTEAUX INDUSTRIELS ET NON INDUSTRIELS DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.6.1. Hydrolyse basique des tourteaux non industriels de colza et de tournesol et de ses extraits méthanoliques sec correspondants
2.6.2. Optimisation de la concentration en enzyme pour l’hydrolyse enzymatique avec AnFaeB et ChlE des composés phénoliques du tourteau industriel de tournesol.
2.6.3. Cinétique d’hydrolyse enzymatique des tourteaux non-industriels de colza et de tournesol et de ses extraits méthanoliques sec avec des esters carboxylique estérases
2.7. ESTERIFICATION DES ACIDES SINAPIQUE ET CAFEIQUE AVEC DIFFERENTS ω-DIOLS A CHAINE ALIPHATIQUE COMPORTANT (n= 2 A 12) ATOMES DE CARBONE
2.7.1. Mono-estérification en milieu fondu avec les ω-diols à n = 2, 4, 8 et 12
2.7.2. Di-estérification des mono-esters d’acide phénoliques par la réaction de Mitsunobu
2.8. EVALUATION DE L’ACTIVITE ANTIOXYDANTE EN MILIEUX HOMOGENE ET HETEROGENE.
2.8.1. Evaluation de l’activité antioxydante des produits d’estérification par le test CAT (Conjugated Autoxidizable Triene assay)
2.8.2. Mesure de l’activité antiradicalaire par la méthode DPPH
CHAPITRE 3 : RESULTATS ET DISCUSSION
PARTIE 1. CARACTÉRISATIONS CHIMIQUES DES MATIÈRES PREMIERES À BASE DE COLZA ET DE TOURNESOL
1.1. CARACTERISATION FINE DES COMPOSES PHENOLIQUES SIMPLES DE COLZA ET DE TOURNESOL
1.2. DETERMINATION DES CONCENTRATIONS EN PROTEINES, LIGNINE, HUMIDITE, CENDRES ET LIPIDES DES TOURTEAUX NON-INDUSTRIELS DE COLZA ET DE TOURNESOL.
PARTIE 2. SEPARATION DE LA FRACTION PHENOLIQUE DES TOURTEAUX DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.1. FRACTIONNEMENT PAR VOIE SECHE DES TOURTEAUX NON-INDUSTRIELS DE COLZA ET DE TOURNESOL POUR LA SEPARATION DE LEUR FRACTION PHENOLIQUE
2.1.1. Effet du broyage ultrafin (UF) sur les caractéristiques physico-chimiques des tourteaux
2.1.2. Séparation électrostatique des tourteaux de colza et de tournesol finement broyés
2.1.2.1. Influence de la distribution des tailles de particules sur l’efficacité de la séparation et la composition des fractions produites
2.1.2.2. Amélioration des rendements en fraction d’intérêt (FPe) par recyclage des fractions de collecte
2.1.3. Turbo séparation des tourteaux finement broyés de colza et tournesol
2.1.3.1. Influence du broyage UF préalable et de la vitesse de rotation du cylindre de tri
2.1.4. Analyse de Microscopie Electronique à Balayage (MEB) des différentes fractions et matières prémières
2.1.5. Conclusions
2.2. METHODOLOGIE D’EXTRACTION DES COMPOSES PHENOLIQUES SIMPLES DES TOURTEAUX DE COLZA ET DE TOURNESOL
2.2.1. Mélanges hydro-alcooliques verts pour l’extraction des composés phénoliques.
2.2.2. Conclusions
PARTIE 3. TRAITEMENTS ENZYMATIQUES DES TOURTEAUX DE COLZA ET DE TOURNESOL POUR LA PRODUCTION D’ACIDES SINAPIQUE ET CAFEIQUE
3.1. DETERMINATION DES TENEURS REFERENCES EN DERIVES D’ACIDES PHENOLIQUES TOTAUX DES TOURTEAUX DE COLZA ETE DE TOURNESOL
3.2. TRAITEMENTS ENZYMATIQUES DU TOURTEAU DE TOURNESOL INDUSTRIEL : OPTIMISATION DE LA CONCENTRATION EN ENZYMES ANFAEB ET CHLE
3.3. HYDROLYSE ENZYMATIQUE DU TOURTEAU DE TOURNESOL NON-INDUSTRIEL ET DE SON EXTRAIT METHANOLIQUE SEC CORRESPONDANT, AVEC LES ENZYMES AnFaeB ET ChlE.
3.3.1. Hydrolyse enzymatique du tourteau non-industriel de tournesol avec AnFaeB et ChlE
3.3.2. Hydrolyse enzymatique de l’extrait méthanolique sec de tourteau de tournesol non-industriel avec AnFaeB et ChlE
3.4. HYDROLYSE ENZYMATIQUE DU TOURTEAU DE COLZA NON-INDUSTRIEL OU DE SON EXTRAIT METHANOLIQUE SEC AVEC ANFAEA
3.4.1. Hydrolyse enzymatique sur le tourteau
3.4.2. Hydrolyse enzymatique sur extrait
3.5. CONCLUSIONS
PARTIE 4. SYNTHÈSE DES MONO- ET DI-ESTERS D’ACIDES PHÉNOLIQUES ET ÉVALUATION DE LEURS CAPACITÉS ANTIOXYDANTES EN MILIEU HÉTÉROGÈNE ET HOMOGÈNE.
4.1. MONO-ESTERIFICATIONS DES ACIDES PHENOLIQUES EN MILIEU FONDU
4.2. DI-ESTERIFICATIONS DES ACIDES PHENOLIQUES EN MILIEU FONDU
4.3. CAPACITE ANTIOXYDANTE DES DIFFERENTS MONO- ET DI-ESTERS D’ACIDES PHENOLIQUES EN MILIEU EMULSIONNE ET EN MILIEU HOMOGENE.
4.3.1. Capacité antioxydante des mono-esters en émulsion
4.3.2. Capacité antioxydante des di-esters en émulsion.
4.3.3. Capacité antiradicalaire des mono-esters en milieu homogène.
4.3.4. Capacité anti radicalaire des di-esters en milieu homogène
4.4. CONCLUSION
CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES
Références bibliographiques
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