LA POLLUTION DES RESSOURCES EN EAU

LA POLLUTION DES RESSOURCES EN EAU

ETUDE PHYSICO-CHIMIQUE

Méthodologie d’échantillonnage

En utilisant le matériel de l (Avril et Mai 2014) : – Des mesures de certains paramètres physique de l’eau comme la température, le pH, et la conductivité à l’aide d’un échantillonneur multiparamétriques de type CyberScan PC10 ( – Un prélèvement de 1000 ml d’eau de chaque source ( (figure 3 et 4) à l’aide des bo – Un prélèvement de 250 ml d’eau (figure 3 et 4) l’eau est fixé en ajoutant sur place, 1 ml du mélange de l’Iodure de potasse (KI) et 1 ml de chlorure de manganèse (MnCl).
En utilisant le matériel de la figure 6, nous avons effectué pour chaque campagne
Des mesures de certains paramètres physique de l’eau comme la température, le pH, et la conductivité à l’aide d’un échantillonneur multiparamétriques de type CyberScan PC10 (figure 6). Un prélèvement de 1000 ml d’eau de chaque source (station à l’aide des bouteilles de polyéthylène (figure 6 Un prélèvement de 250 ml d’eau de chaque source (station à l’aide des flacons à bouchon rodé de 250 ml l’eau est fixé en ajoutant sur place, 1 ml du mélange de l’Iodure de potasse (KI) et 1 ml de chlorure de manganèse (MnCl).
Des mesures de certains paramètres physique de l’eau comme la température, le pH, et la conductivité à l’aide d’un échantillonneur multiparamétriques de station S1 et station S2) figure 6). station S1 et station S2) de 250 ml.

L’analyse des échantillons

Mesures in situ Les mesures de la température, le pH, et la conductivité électrique ont été réalisées sur le terrain à l’aide d’un analyseur multi-paramètres pH/conductivité / température CyberScan PC10.
Analyse au laboratoire La détermination des paramètres chimiques d’un milieu aquatique permet d’apprécier la qualité de l’eau et la santé biologique de l’écosystème. Tous les paramètres sont mesurés selon les protocoles décrits par RODIER 1996.
L’alcalinité L’alcalinité d’une eau correspond à la présence des hydrogénocarbonates (HCO3-), carbonates (CO3-) et hydroxydes (OH-). Le titre Alcalimétrique (TA) a été dosé en neutralisant les ions hydroxydes et la transformation des ions bicarbonates en hydrogénocarbonates par un acide fort (l’acide sulfurique 0.02N) en présence de phénolphtaléine (pour le TA) et méthylorange (pour le Titre alcalimétrique complet TAC). Les résultats sont exprimés en mg/l.
La dureté ou titre hydrotimétrique (TH) – La dureté totale
Le dosage se fait à l’E.D.T.A. en présence d’une solution tampon pour amener le pH de l’échantillon à 10. L’indicateur coloré (Noir d’Eriochrome) qui a la propriété de former avec les ions de calcium Ca2+ et de magnésium Mg2+ un complexe de type de chélate. La disparition des dernières traces d’éléments libres à doser est détectée par le changement de la couleur de l’indicateur du violet au bleu franc. Les résultats sont exprimés en mg/l. – La dureté calcique
La dureté calcique a été effectuée par complexométrie (E.D.T.A). Le dosage du calcium se fait en présence de la soude et l’indicateur coloré (Calcone HSN), puis on titre par l’E.D.T.A. Les résultats sont exprimés en mg/l.
L’oxygène dissous (WINKLER) L’oxygène dissous réagit avec l’hydroxyde de manganèse formé par l’addition de chlorure de manganèse et d’hydroxyde de sodium. L’hydroxyde de manganèse formé après acidification permet d’oxyder l’iodure de potassium préalablement introduit avec libération d’une quantité équivalente d’iode. L’iode ainsi libéré est dosé à l’aide d’une solution titrée de thiosulfate de sodium. Les résultats sont exprimés en mg/l.

ETUDE DE BENTHOS

Méthodologie d’échantillonnage Pour l’étude quantitative, les Macroinvertébrés benthiques des sources ont été prélevés dans les deux stations (S1, S2), à l’aide d’un filet surber (figure 7), équipé d’un filet d’ouverture de maille de 500 μm [6 et15]. Sur le terrain, les organismes capturés, sont déposés dans une bassine avec de l’eau pour faciliter leur mobilité, leur capture et aussi d’éliminer les éléments les plus grossiers (vases, pierres, galets, fragments du bois et feuilles des végétaux). Le pré-tri est une opération importante, elle permet de limiter les risques de détérioration de la faune et de réduire le volume d’échantillon à fixer et donc celui du récipient [6]. A l’aide d’une pince entomologique, nous avons procédé à introduire délicatement ces organismes dans des récipients en plastiques contenant du formol 10 % et ceci pour les fixer [6 et 15]. Chaque échantillon conservé dans un récipient adapté est ramené au laboratoire pour tri, détermination et analyse.

Protocole de traitement des échantillons d’invertébrés

Au laboratoire, les échantillons conservés dans des récipients étiquetés par station sont rincés abondamment à l’eau claire sur un tamis afin d’éliminer au maximum le substrat fin restant et les éléments grossiers (graviers, plantes, feuilles…) [6]. Le contenu des tamis est ensuite versé dans une bassine puis transvasé dans des boites de pétri pour les trier et les identifier (figure 8). En manipulant délicatement les organismes, à l’aide de pinces dans des boites de pétri, le tri et l’identification est faite sous la loupe binoculaire (figure 9). Ce même outil est servi à la détermination et au comptage des organismes (nombre total de taxons recensés, nombre d’individus par taxon). Continuer à trier et à identifier des animaux jusqu’à ce qu’au moins 100 invertébrés aient été recensés. Le sous-échantillon qui contient le 100e animal doit être trié au complet afin de permettre une estimation exacte de l’abondance [3]. Après cette identification, ces organismes sont transvasés délicatement, à l’aide des pinces entomologiques, dans des récipients contenant de formol. À l’exception de certains macroinvertébrés déterminés jusqu’à l’espèce, les autres individus (en raison des difficultés de détermination qu’ils présentaient pour nous) ont été identifiés au niveau du genre. La détermination des spécimens récoltés est réalisée en faisant appel à des clés de détermination des macroinvertébrés.

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Table des matières

Résumé
Remerciements
Liste des figures
Liste des annexes et les tableaux
Liste des abréviations
Introduction
Etude bibliographique
GENERALITES SUR LES RESOURCES EN EAU
1.1. L’eau au Maroc
1.1.1. Les eaux de Surface
1.1.2. Les eaux Souterraines
1.2. Les sources d’eau
1.2.1. Définition de la source d’eau
1.2.2. Classification des sources
1.2.3. Biodiversité des sources
LA POLLUTION DES RESSOURCES EN EAU
1.3. Définition
1.4. Types de pollution
1.4.1. La pollution physique
1.4.2. La pollution chimique
1.4.3. Les micropolluants
1.4.4. Les polluants biologiques
PRESENTATION GENERALE DE LA REGION D’ETUDE
1.5. Données générales
1.6. Aspects du climat
1.7. Géologie du bassin Oum Er-Rbia
1.8. Les sources de pollution des eaux dans le bassin d’Oum Er-Rbia
1.8.1. Urbanisation
1.8.2. L’Agriculture
1.8.3. L’industrie
Matériels et Méthodes
1. LA ZONE D’ETUDE
2. ETUDE PHYSICO-CHIMIQUE
2.1. Méthodologie d’échantillonnage
2.2. L’analyse des échantillons
2.2.1. Mesures in situ
2.2.2. Analyse au laboratoire
2.2.2.1. L’alcalinité
2.2.2.2. La dureté ou titre hydrotimétrique (TH)
2.2.2.3. L’oxygène dissous (WINKLER)
3. ETUDE DE BENTHOS
3.1. Méthodologie d’échantillonnage
3.2. Protocole de traitement des échantillons d’invertébrés
Résultats et discussion
1. Etude physico-chimique
1.1. La température
1.2. Potentiel hydrogène (pH)
1.3. Conductivité électrique
1.4. Dureté totale
1.5. Dureté calcique
1.6. Titre Alcalimétrique Complet (TAC)
1.7. Oxygène dissous
2. Etude des communautés de Benthos
2.1. Abondance quantitative des groupes faunistiques inventoriés
2.2. Abondance quantitative des taxons inventoriés
Conclusion
BIBLIOGRAPHIE
Annexe 1
Annexe 2