Soutenance mémoire
Influence des facteurs pré-analytiques chez le chat
Sources d’erreurs des résultats d’analyses biochimiques
Les différentes étapes d’une analyse biochimique peuvent être séparées en 3 phases :
– La phase pré-analytique qui regroupe les étapes se produisant avant l’analyse du spécimen par le laboratoire.
– La phase analytique qui consiste dans l’analyse à proprement dite, au laboratoire.
– La phase post-analytique liée à la transmission et l’interprétation des résultats après la phase d’analyse.
Ces phases sont composées de différentes étapes pouvant être, chacune, à l’origine d’erreurs dans l’obtention de résultats d’analyses exacts. Ces sources d’erreurs sont classées, de la même manière, en erreurs pré-analytiques, erreurs analytiques et erreurs post-analytiques. Le pourcentage d’analyses ayant mené à des erreurs de laboratoire, toutes sources d’erreurs confondues, a diminué dans les laboratoires humains entre 1996 et 2006. Pendant cette période, ce taux est passé de 0.47 % à 0.31 % (Carraro et Plebani, 2007). De la même manière, il a diminué en médecine vétérinaire, passant de 1.3 % en 2003 à 0.9 % en 2010 (Hooijberg et coll., 2012).
Chez l’homme, les erreurs analytiques représentaient 13.3 % du nombre total d’erreurs en 1996 et 15.0 % des erreurs en 2006 (Bonini et coll., 2002 ; Carraro et Plebani, 2007 ; Plebani et Carraro, 1997). Les erreurs post-analytiques constituaient, quant à elles, 18.5 % des erreurs en 1996 et 23.1 % en 2006 (Bonini et coll., 2002 ; Carraro et Plebani, 2007 ; Plebani et Carraro, 1997).
En médecine vétérinaire, les données collectées auprès d’un laboratoire vétérinaire privé ont montré que le taux d’erreurs analytiques avait diminué entre 2003 et 2010 passant de 14.0 % à 7.0 %. Le taux d’erreurs post-analytiques a également diminué de 15.0 % à 9.0 % au cours de cette même période (Hooijberg et coll., 2012).
Enfin, depuis plusieurs années, les erreurs pré-analytiques sont devenues une préoccupation majeure dans le cadre des analyses et de leur interprétation car elles sont les plus fréquentes et représentent 30.0 à 77.0 % des erreurs commises au cours d’analyses, que ce soit en médecine vétérinaire ou en médecine humaine (Bonini et coll., 2002 ; Carraro et Plebani, 2007 ; Hooijberg et coll., 2012 ; Plebani et Carraro, 1997). Le taux d’erreurs pré-analytiques en médecine vétérinaire, contrairement aux autres sources d’erreurs, est en augmentation. Il est passé de 64.0 à 77.0 % entre 2003 et 2010 (Hooijberg et coll., 2012). Chez l’homme, les erreurs pré-analytiques les plus courantes sont l’hémolyse du spécimen, un spécimen dont le volume est insuffisant, une erreur dans le choix d’un spécimen, une erreur dans la demande d’analyse ou une erreur d’identification du patient (Bonini et coll., 2002). L’importance des erreurs pré-analytiques au cours du processus d’analyse peut s’expliquer par le fait que cette phase fait intervenir de nombreux acteurs, et que les étapes qui constituent cette phase préanalytique sont souvent manuelles, contrairement à la phase analytique qui est automatisée (Hooijberg et coll., 2012 ; Plebani et Carraro, 1997). Les conséquences de ces erreurs au cours d’analyses de laboratoire sont variables. Dans 70.0 à 75.0 % des cas, elles n’ont aucune conséquence pour le patient dans la mesure où les résultats restent dans l’intervalle des valeurs usuelles. Mais, chez l’homme, dans 5.6 % (Carraro et Plebani, 2007) à 23.0 % (Plebani et Carraro, 1997) des cas, d’autres analyses inappropriées ont été menées pour approfondir le diagnostic et dans 16.9 % (Carraro et Plebani, 2007) des cas, les analyses ont dues être répétées, ce qui affecte la prise en charge du patient.
Effet du repas et du moment du prélèvement
Il est généralement recommandé d’effectuer les analyses biochimiques sur des animaux à jeun. Cependant, dans certaines circonstances telles que les urgences, le manipulateur devra interpréter des données en tenant compte d’une prise de nourriture récente. Le repas est à l’origine de modifications physiologiques importantes. Les nutriments ingérés sont absorbéset passent dans la circulation sanguine entraînant directement ou indirectement une modification de la concentration de plusieurs analytes. Les modifications dues au repas peuvent également interférer avec certaines méthodes de dosage. La glycémie augmente après une prise de nourriture avec un pic représentant une hausse de 42.0 % à 112.0%, 2 à 6 heures après le repas (Bartges et Osborne, 1995; Farrow et coll., 2012 ; Hewson-Hughes et coll., 2011). Cette élévation de la glycémie peut durer 4 à 12.2 heures après la prise de nourriture (Farrow et coll., 2012 ; Hewson-Hughes et coll., 2011).
L’amplitude des variations diffère en fonction de la composition du repas. Si le repas consommé est riche en glucose, la glycémie augmente (Hewson-Hughes et coll., 2011 ; Martin et Rand, 1999). En revanche, s’il est riche en protéines, la concentration sérique de glucose diminue (Bartges et Osborne, 1995). L’hyperlipémie qui peut être présente après un repas engendre une turbidité du sérum et interfère avec le dosage du glucose par spectrophotométrie (Bartges et Osborne, 1995).
Les électrolytes sont également affectés par le repas. La concentration plasmatique de chlorediminue après un repas tandis que celles de bicarbonates et de CO2 total augmentent (Bartges et Osborne, 1995). L’absorption de glucides induit également une baisse de la concentration sérique de phosphate, de potassium et de calcium (Bartges et Osborne, 1995). Enfin, un repas riche en protéines peut entraîner une hausse de la concentration plasmatique de phosphate (Bartges et Osborne, 1995). Les concentrations plasmatiques des électrolytes, lorsque le dosage est effectué par photométrie de flamme, sont diminuées en cas d’hyperlipémie, après le repas (Burkhard et Meyer, 1995).
Par ailleurs, les concentrations de créatinine, d’urée, d’acide urique et d’ammonium dans lesérum ou dans le plasma augmentent après la consommation d’un repas riche en protéines (Bartges et Osborne, 1995), mais les concentrations sériques d’urée et d’acide urique diminuent lors de la consommation d’un repas riche en graisses (Bartges et Osborne, 1995).
La concentration plasmatique de protéines mesurée par réfractométrie est augmentéelors
d’hyperlipémie post-prandiale (Burkhard et Meyer, 1995). Enfin, la consommation d’un repas riche en graisses entraîne une augmentation de la lipémie avec une hausse des concentrations de triglycérides et de cholestérol (Bartges et Osborne, 1995). A l’inverse, l’absorption de glucides fait diminuer ces concentrations dans le sérum ainsi que celles de Very Low Density Lipoprotein (VLDL) et de Low Density Lipoprotein (LDL) (Bartges et Osborne, 1995).
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1. PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE
1.1. Sources d’erreurs des résultats d’analyses biochimiques
1.2. Influence des facteurs pré-analytiques chez le chat
1.2.1. Effet du repas et du moment du prélèvement
1.2.2. Effet du choix de l’anticoagulant
1.2.3. Effet de l’hémolyse
1.2.4. Effet des conditions de stockage
1.2.5. Effet de la méthode de collecte
1.2.6. Effet du mode de vie
1.2.7. Effet des facteurs liés à l’animal
2. PARTIE EXPERIMENTALE.
2.1. Matériels et méthodes
2.1.1. Animaux
2.1.2. Prélèvement sanguin
2.1.3. Gestion des prélèvements
2.1.4. Dosage des analytes sériques et plasmatiques
2.1.5. Etude 1 : Effet de l’anticoagulant sur les résultats d’analyses biochimiques
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.1.6. Etude 2 : Stabilité à long terme des analytes biochimiques dans le plasma et le sérum congelés
et stockés à -20°C
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.1.7. Etude 3 : Effets du délai de centrifugation, de la durée et de la température de stockage des échantillons de plasma/sang total hépariné sur les résultats d’analyses biochimiques
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.1.8. Etude 4 : Effet du moment de prélèvement et du repas sur les résultats d’analyses biochimiques
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.1.9. Etude 5 : Effet des cycles congélation/décongélation sur les résultats d’analyses biochimiques
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.1.10. Etude 6 : Effet d’une hémolyse d’importance variable sur les résultats d’analyses biochimiques –
Etude pilote
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse
2.1.11. Etude 6 : Effet d’une hémolyse d’importance variable sur les résultats d’analyses biochimiques
a. Objectif
b. Traitement des spécimens
c. Analyse statistique
2.2. Résultats
2.2.1. Etude 1 : Effet de l’anticoagulant
2.2.2. Etude 2 : Stabilité à long terme des analytes biochimiques dans le plasma congelé à -20°C
2.2.3. Etude 3 : Effet du délai de centrifugation, de la durée et de la température de stockage des échantillons de plasma/sang total hépariné sur les résultats d’analyses biochimiques
2.2.4. Etude 4 : Effet du moment de prélèvement et du repas
2.2.5. Etude 5 : Effet des cycles congélation/décongélation
2.2.6. Etude 6 : Effet d’une hémolyse d’importance variable
2.3. Discussion
2.3.1. Effet du spécimen
2.3.2. Effet de la congélation sur une longue durée
2.3.3. Effet du délai de centrifugation, de la durée et de la température de stockage des échantillons de plasma/sang total hépariné
2.3.4. Variations circadiennes et effet du repas
2.3.5. Effet des cycles de congélation/décongélation
2.3.6. Effet d’une hémolyse plus ou moins marquée
ANNEXES
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