Soutenance mémoire
Gestion Technique des Troupeaux de Truies
Métabolisme et culture
Les leptospires sont des bactéries aérobies strictes avec une température optimale de croissance de 28°C à 30°C (Levett 2001). Sur le plan énergétique, les leptospires sont des bactéries chimio-organotrophes qui ont pour unique source d’énergie et de carbone les acides gras à longue chaîne. Ces longues chaines d’acide gras sont métabolisées par β-oxydation. La présence de sucres et d’acides aminés n’est pas indispensable à leur métabolisme. L’apport azoté ne se fait que par le biais de l’ion ammonium. Un apport vitaminique (vitamine B1 et B12) ainsi que de fer ferreux sont
nécessaires en tant que facteurs de croissance (Legrand 2007).
Le milieu de culture le plus largement utilisé est le milieu EMJH (milieu d’Ellinghausen et Mc Culloug modifié par Johnson et Harris) (Levett 2001). Initialement, les cultures de leptospires étaient réalisées avec du sérum de lapin, puis ce milieu de culture a été remplacé par des milieux à base de sérum albumine bovin associé au Tween 80. En effet, les acides gras à longue chaine, nécessaires à la croissance des bactéries, sont apportés par l’hydrolyse des esters de T een 80. Cependant, l’hydrolyse de ces esters libère des acides gras à ac vité toxique. Cet effet toxique est neutralisé par l’apport de l’albumine qui fournit un substrat non toxique.
L’association de T een 80-albumine complémenté en vitamines et en fer ferreux constitue le milieu EMJH (Ducrocq 2017). Certaines souches de leptospires sont plus difficiles à cultiver et nécessite l’addition au milieu de culture de pyruvate ou de sérum de lapin (Levett 2001). Cependant, la culture reste longue (12 semaines voire 26 semaines pour confirmer un résultat négatif), fastidieuse et difficile et requière du savoir-faire (García-Peña, Fraile 2016a).
Sources de contamination
La principale source de contamination est représentée par les porcs malades mais aussi les porcs infectés inapparents qui sont guéris ou qui n’ont jamais exprimé de signes cliniques visibles (Perreul 2007). La faune sauvage est également une source de matières virulentes. De nombreuses espèces sont porteuses de leptospires. Les rongeurs sont considérés comme étant le
principal réservoir de leptospires en milieu rural et urbain (Bharti et al. 2003) (Vinetz et al. 1996). Mondialement, les rongeurs et plus spécifiquement le rat brun (Rattus norvegicus) en France sont les principaux porteurs du sérogroupe Icterohaemorrhagiae (Ayral et al. 2015).
D’autres espèces de la faune sauvage sont susceptibles d’être des réservoirs de leptospires. Ainsi, en France un portage rénal de leptospires de 5.4% a été mis en évidence sur une population de 28 espèces de la faune sauvage (carnivores, ongulés, lagomorphes, rongeurs). La prévalence était la plus élevée chez les hérissons avec 37.5% de porteurs suivis des belettes avec 20.6% de porteurs et des martres des pins avec 15.4% de porteurs. Les trois espèces génotypiques retrouvées étaient L. interrogans, L. borgpetersenii, L. kirschneri. Les hérissons semblent également être un réservoir du sérogroupe Australis (Ayral et al. 2016).
Enfin, les sangliers hébergent les mêmes sérogroupes que ceux mis en évidence chez le porc (Perreul 2007; Andre-Fontaine, Ganiere 1990).
Prélèvements sanguins pour sérologie leptospirose
Tout d’abord, des prélèvements sanguins ont été effectués sur un minimum de 15 truies en incluant autant que faire se peut des truies de différentes parités et en ayant une moitié de truies ayant eu récemment « des problèmes de reproduction » et une autre moitié de truies a priori « normales » (Annexe 4).
Nous avons fait le choix de prélever 15 animaux minimum par élevage. En effet, la séroprévalence observée au laboratoire de référence de Vetagro Sup en 2013 était de 21% (Gérard 2016), donc ce nombre suffit à détecter une infection par des leptospires avec un risque inférieur à 5% quelque soit la taille de la population des élevages (Dufour, Pouillot, Toma 2001).
Ensuite, un test de micro-agglutination (MAT) a été réalisé pour chacune des prises de sang auprès du laboratoire de référence Leptospirose de Vetagro Sup. Le test est effectué avec des souches vivantes entretenues sur place et utilisées entre 6 et 12 jours de culture. Les souches utilisées représentent les sérogroupes estimés dominant épidémiologiquement en France (pour l’ensemble des espèces animales). Vingt-trois sérovars sont ainsi recherchés lors de l’analyse (Tableau 8).
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Introduction
I – Etude bibliographique : généralités sur la leptospirose
1. Description
1.1. Histoire
1.2. Etiologie
1.2.1. Classification
1.2.2. Morphologie
1.2.3. Biologie
2. Epidémiologie
2. 1. Epidémiologie descriptive
2. 2. Epidémiologie analytique
2. 3. Epidémiologie synthétique
3. Pathogénie (García-Peña, Fraile 2016b)
4. Clinique (Zimmerman 2012)
5. Lésions (Zimmerman 2012)
6. Diagnostic
6.1. Diagnostic différentiel
6.2. Diagnostic de laboratoire (García-Peña, Fraile 2016c, 2016a)
7. Moyen de lutte (prévention et contrôle)
7.1. Médicale (Nazaré Lisboa 2016; Hayden 2016)
7.2. Vaccinale
7.3. Sanitaire
8. Importance de la leptospirose
8.1. Importance médicale (Zimmerman 2012)
8.2. Importance économique (Stein 2016)
II- Introduction à la GTTT (Gestion Technique des Troupeaux de Truies)
1. Présentation de la GTTT (Institut technique du porc 1993)
1.1. L’enregistrement
1.2. Les résultats
2. Références
3. Paramètres de reproduction et GTTT
III- Etude de terrain : Enquête dans 28 élevages porcins aux performances de reproduction
dégradées et séropositifs en MAT leptospirose : recherche de critères d’alerte GTTT
1. Objectif de l’étude
2. Matériel et méthodes
2. 1. Recrutement des élevages
2. 2. Création d’un questionnaire
2. 3. Visites d’élevage
2. 4. Inclusion des élevages dans l’étude
2. 5. Analyse des données des résultats de la GTTT
2. 6. Etude statistique
3. Résultats
3.1. Evaluation des pratiques de reproduction des élevages
3.3. Etude clinique
3.4. Gestion de la reproduction dans ces élevages
3.5. Etude sérologique
3.6. Etude des critères GTTT
4. Discussion
4.1. Limites de l’étude
4.2. Séroprévalence de la leptospirose
Conclusion
Bibliographie
Annexes
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