SAAFA-76-MRRRCH
Gènes ribosomiques nucléaires comme marqueur
Principaux types de mycorhizes
Quatre principaux types de mycorhizes ont été décrites en fonction de leur structure et de leur fonction, à savoir les mycorhizes arbusculaires (MA), les ectomycorhizes (EM), les mycorhizes d’orchidées et les mycorhizes ericoïdes (Van der Heijden et al., 2015) (figure 2 ; tableau 1). Il est bien connu que les différents types de mycorhizes possèdent des capacités différentes leur permettant d’accéder aux formes organiques et inorganiques des nutriments du sol (Read et Perez Moreno, 2003 ; Lambers et al., 2008 ; Smith et Read, 2008). Les champignons mycorhiziens vivent généralement dans le cortex des racines des plantes, à la surface de la racine ou autour des cellules épidermiques de la racine (Van der Heijden et al., 2015). Ils développent également des hyphes à partir des racines dans le sol, où ils fournissent les nutriments limitant la croissance des plantes, en particulier les nitrates et les phosphates. Les ectomycorhizes et les éricoïdes s’associent principalement avec les plantes qui colonisent les sols organiques, en revanche, les mycorhizes arbusculaires sont caractéristiques des plantes qui poussent sur des sols minéraux, où les sources inorganiques d’azote et de phosphore sont répandues (Veresoglou et al., 2012). Bonfante et Genre (2010) ont signalé que les deux types les plus répondus, sont les Ectomycorhizes et les Endomycorhizes. Chez les Ectomycorhizes (figure 3a), le champignon ne pénètre pas à l’intérieur des cellules racinaires, mais il se développe entre les cellules formant une interface symbiotique appelée réseau de Hartig à l’extérieur des racines et constitue une sorte de manchon d’hyphes (Bonfante et Genre, 2010). Tandis que dans le cas des Endomycorhizes (figure 3b), la symbiose est non visible à l’œil nu (Read, 1991). Les champignons colonisent l’intérieur des cellules racinaires pour former des arbuscules et vésicules, ces deux structures jouent un rôle important dans les échanges de nutriments avec la plante (Bonfante et Genre, 2010).
Description et caractéristiques des Champignons Mycorhiziens à Arbuscule (CMA)
Ce type d’association ne présente pas une forte spécificité d’hôte, un même champignon peut coloniser de nombreuses espèces végétales. Réciproquement, une plante peut être colonisée par plusieurs espèces de CMA (Giovannetti et Hepper 1985 ; Alejandra et al., 2016). Les CMA sont des organismes particuliers en raison de leur mode de vie et de leur génétique. En effet, le réseau d’hyphes des CMA est généralement coenocytique ; comprenant des centaines de noyaux qui partagent le même cytoplasme (Theo Ruissen, 2013). De même, les spores individuelles contiennent des centaines de noyaux (Hijri et Sanders, 2005 ; Theo Ruissen, 2013). Les spores de CMA (figure 4) sont des structures de forme ronde avec une paroi cellulaire épaisse et des diamètres allant d’environ 30 μm pour certains Glomo- archaeosporoides et Glomo-intrasporoides (Oehl et al., 2011 ; Krüger et al., 2011) à 400 μm pour les spores de Gigaspora gigantea (International culture collection of Vesicular Arbucular Mycorrhizal fungi – INVAM). Ces spores peuvent germer en absence de plantes hôtes mais dépendent d’un partenaire végétal pour compléter leur cycle de vie et produire la prochaine génération de spores (Parniske, 2008). Il existe des associations préférentielles, ce phénomène étant sans doute plus important dans la nature qu’au laboratoire. Ces préférences pourraient être liées au contenu des exsudats racinaires de différentes espèces végétales (Steinkellner et al., 2007), ou bien aux différents modes de colonisation des champignons (type Arum ou Paris) (Smith et Read, 2008 ; Hodge et al., 2010), ou bien encore au caractère plus ou moins mutuel et donc durable de l’interaction entre les partenaires (Kiers et al., 2011). Les CMA sont caractérisés par la formation de structures intracellulaires (figure 5) très ramifiées ou enroulés dans les cellules du cortex des racines (He et Nara, 2007). Ces structures, connues sous le nom d’arbuscules (du latin arbusculum, qui signifie arbuste). Les arbuscules sont la caractéristique clé de la symbiose (MA), car ils représentent une forme extrême d’intimité et de compatibilité et sont considérés comme le site d’échanges de nutriments entre les partenaires symbiotiques (Hughes et al., 2008 ; Parniske, 2008 ; Neera et Shikha, 2010 ). Les CMA forment aussi des vésicules intracellulaires (ou intercellulaires) (figure5) ayant une fonction de stockage des lipides. Des hyphes se développent à l’intérieur et à l’extérieur de la racine. Les structures à l’intérieur de la racine sont très variables selon la symbiose considérée et par conséquent, l’identification des CMA sur la base du morphotype est très complexe (Dickson, 2004). Néanmoins deux types de morphologies sont décrites dans la littérature, le type Arum et celle de type Paris, quoiqu’il existe un continuum de structures intermédiaires entre ces morphotypes (Gallaud, 1905 ; Brundrett, 2004 ; Dickson, 2004). Les mycorhizes de types Arum sont mieux décrites et plus typiques, formant des d’hyphes intercellulaires entre les cellules corticales et des arbuscules intracellulaires dans les cellules corticales (Krishnamoorthy et al., 2017), alors que les mycorhizes de type Paris, moins connues, mais abondantes, forment de larges bobines intracellulaires d’hyphes et des bobines arbusculées dans le cortex des racines et non dans les espaces intracellulaires (Van Aarle et al., 2005 ; Willis et al., 2013 ; Krishnamoorthy et al., 2017).
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Table des matières
Introduction
Chapitre1 : Synthèse bibliographique
Les mycorhizes
1. La symbiose mycorhizienne
1.1. Abondance et importance évolutive des CMA
1.2. Principaux types de mycorhizes
2. La symbiose endomycorhizienne à arbuscules
2.1. Description et caractéristiques des CMA
2.2. Développement de la symbiose mycorhizienne arbusculaires
2.2.1. Phase asymbiotique
2.2.2. Etape symbiotique
2.3. Classification et taxonomie actuelle des CMA
2.4. Marqueurs utilisés dans l’étude de la diversité des CMA
2.4.1. Marqueurs morphologiques
2.4.2. Marqueurs biochimiques
2.4.3. Marqueurs moléculaires
v Gènes ribosomiques nucléaires comme marqueur
v SSU (la petite sous-unité)
v LSU (la grande sous-unité)
v ITS (Espaceurs Transcrits Internes)
2.5. Importance des mycorhizes à arbuscules
2.5.1. Amélioration de la nutrition phosphatée et hydrique
2.5.2. Amélioration de la nutrition azotée
2.5.3. Amélioration de la nutrition des autres éléments minéraux
2.5.4. Amélioration de la qualité du sol
2.5.5. Amélioration de la protection des plantes
2.6. Rôles des CMA dans la réhabilitation des sols dégradés
2.7. CMA augmente la diversité et l’abondance microbienne des sols
2.8. Applications biotechnologiques de CMA dans la restauration des sols dégradés
2.9. Les CMA et la strate arbustive : effet « Plantes nurses »
Acacia saligna
3. Acacia saligna
3.1. Les symbioses chez Acacia saligna
3.2. Importance de la symbiose mycorhizienne chez Acacia saligna
Chapitre2 : Présentation de la zone d’étude
1. Le littoral en Algérie
2. Description du site et son historique
3. L’exploitation de sable à Terga
3.1. Historique
3.2. Intérêt de la revégétalisation du littoral témouchintois
3.3. Opérations de réhabilitation de la sablière de Terga réalisées par le Laboratoire (LBRAP)
Chapitre3 : Matériel et méthodes
1. Matériels biologiques
1.1. Sol
1.2. Matériel végétal
1.3. Matériel fongique
2. Méthodologie
2.1. Préparation des sols
2.2. Analyses physico-chimiques des sols étudiés
2.2.1. Analyses physiques
a-Analyse granulométrique
b- Mesure du pH
2.2.2. Analyse chimique
a- Mesure de la conductivité électrique
b-Dosage du calcaire total (Callot-Dupuis, 1980
c-Dosage du calcaire actif (Drouineau, 1942
d- Carbone total et matière organique
e-Dosage de l’azote
e-Dosage du phosphore
3. Evaluation de la symbiose endomycorhizienne chez Acacia saligna
3.1- Préparation des plantules
3.1.1-Désinfection et scarification des graines
3.1. 2. Préparation de l’inoculum endomycorhizien
3.1.3. Mise en place des plantules
4. Paramètres mesurés
4.1. Estimation de la croissance
4.2. Evaluation des paramètres de la mycorhization
4.2.1. Eclaircissement
4.2.1. Coloration
4.2.2. Analyse statistique
5. Obtention des souches de CMA
5.1. Extraction et isolement des spores de CMA
5.1.1. Tamisage du sol
5.1.1. Centrifugation
5.1.2. Récupération des spores
5.2. Identification des CMA en association avec les racines d’Acacia saligna
5.2.1. Extraction de l’ADN
5.2.2. Amplification de Large Sous Unité (LSU) de l’ADN ribosomique et du Small Sous
Unité (SSU) par PCR nichée
5.2.3. Conditions d’amplification et amorces utilisées
5.2.4. Visualisation des produits de PCR
5.2.5. Clonage
5.2.6. Séquençage
5.2.7. Construction phylogénétique
Chapitre3 : Résultats et discussion
1. Analyses physico-chimiques du sol
2. Evaluation du statut endomycorhizien d’Acacia saligna et les plantes installées sur le site
de Terga
3. Effet des mycorhizes à arbuscules sur la croissance des plants d’Acacia saligna
4. Paramètres de croissance des plantes d’A. saligna après l’inoculation avec CMA
4.1. Hauteur des plantes
4.2. Biomasse
4.3. Paramètres de mycorhization des plantes d’A. saligna après l’inoculation avec CMA 85
5. Densité, diversité morpho anatomique des spores de champignons mycorhiziens à
arbuscules
6. Description morpho-anatomique des spores de CMA rencontrées au niveau d’Acacia saligna
7. Identification moléculaire des CMA d’Acacia saligna
7.1. PCR nichée et amplification de l’ADNr de la 18S (SSU) et l’ADNr 25S (LSU) des CMA
7.2. Le clonage
7.3. Séquençage de l’ADNr de la LSU des CMA
7.4. Arbre phylogénétique
Conclusion et perspectives
Références bibliographiques
Annexes
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