Soutenance mémoire
Données Bibliographiques sur Sterculia setigera
Position systématique
Le platane du Sénégal (Sterculia setigera Del.) communément appelé « mbep » en Wolof, « kountou » en Manding et « bobori » en Peul appartient au genre Sterculia, famille des Sterculiacées qui regroupe plus d’un millier d’espèces réparties dans 50 genres (Diallo, 1997). Le Sterculia est un genre composé d’arbres et rarement d’arbustes distribués à travers les tropiques et particulièrement au Sud‐Est asiatique. Il a été nommé par référence à une divinité latine du nom de Sterculius (Raju et al., 2004).
L’espèce a été classée par Emberger et Chadefaud (1960) dans :
– Ordre des Malvales
– Famille des Sterculiacées
– Sous familles des Théobromoïdées
– Genre Sterculia
Caractères botaniques du Sterculia setigera
Le port : arbre au port variable, le Sterculia setigera encore appelé platane du Sénégal présente un port dressé et peut atteindre 18 mètres de haut. Dans la forêt soudano‐ sahélienne où il ne dépasse guère 8 à 10 mètres de haut, il demeure bas, branchu et tortueux.
Son tronc cylindrique mesure 2 à 3 mètres de haut et s’élargit à la base. La cime est ovoïde ou arrondie puissamment charpentée. L’écorce est grisâtre, violacée et se détache par de grandes plaques irrégulières minces, laissant apparaître une écorce lisse et jaunâtre, par endroits, de fines pellicules brun violet s’enroulent sur elles mêmes (Ba, 1988). Les rameaux sont légèrement pubescents ou glabres marqués par les cicatrices des feuilles. Le tronc est très souvent meurtri par l’exsudation de la gomme « mbep ».
Les feuilles sont simples, alternes, palmatilobées avec 3 ou 5 lobes à pointes acuminées et à base cordée. Elles mesurent en moyenne 20 cm de long et autant de large et le pétiole est long de 8 cm. Les deux faces du limbe sont couvertes de poils. Le pétiole long de 3,5‐15 cm est pubescent. La nervation est palmée avec 5‐7 nervures basales puis 5‐7 paires de nervures secondaires se raccordant.
Les fleurs sont composées de 5 sépales lancéolés, tomenteux à l’extérieur, vert clair strié de rouge et sont sans pétales. Elles sont groupées en fascicules de racèmes généralement à l’extérieur de rameaux âgés.
Le fruit est composé de follicules en forme de carène de bateau disposés en étoiles par 3‐5 de 6‐10 cm de long et 4‐5 cm de large. Ces follicules sont à sommet pointu, à surface veloutée, verdâtres ou bruns à maturité et s’ouvrent sur la face ventrale pour laisser apparaître 5 à 12 graines d’environ 1 cm de long, ovoïdes, grisâtres ou noirâtres, enchâssées à la base dans une arille jaune.
Floraison : elle a lieu en seconde partie de saison sèche et notamment avant ou pendant la feuillaison.
Distribution géographique et écologie
Le Sterculia setigera est un arbre assez commun en zone soudano guinéenne, particulièrement en Haute Casamance, dans le Sénégal oriental principalement dans les régions de Tambacounda et de Kolda et dans le Sine Saloum notamment au Sud‐Est de la région de Kaolack (Johnson et al., 2005). Au Sénégal, suivant la distribution de l’espèce, on rencontre des zones de productions primaires de gomme mbep (Tambacounda) et secondaires (Kaffrine et Kolda) .
Au sein de la région de Tambacounda, la gomme est exploitée essentiellement dans les départements de Tambacounda et de Bakel. Cette principale zone d’exploitation est habitée par des peuls et les mandingues. L’espèce est très répandue dans les savanes boisées où elle forme des peuplements clairsemés. Dans la région sub guinéenne, l’espèce est remplacée par le Sterculia tragacantha Lindl. qui est une plante voisine aussi productrice de gomme mbep. Le platane présente une large amplitude écologique car s’adaptant à une très large gamme de type de sols (6 classes parmi les 9 recensées en Afrique par Lô (1996)). En effet, l’espèce préfère les sols squelettiques, latéritiques et cuirassés (Cissé, 1990).
Les conditions du milieu nécessaires à son développement (eau, lumière, humidité) semblent compatibles avec le climat sahélien avec des pluies de l’ordre de 300 à 500 mm sur une courte période et des maxima de températures de 41°C. Cependant le mbep se développe dans la région de Tambacounda sous un climat typiquement soudanais avec des précipitations abondantes (650 à 850 mm par an) durant pratiquement six mois, des maxima de températures de 39°C et une évaporation potentielle de 2300 mm (SIGRES, 1994 cité par Diallo, 1997).
Cycle phénologique du mbep
Selon Aubreville (1950) cité par Diallo (1997), la phénologie du Sterculia setigera présente une feuillaison qui début au mois de Mai avec le gonflement des bourgeons foliaires. Elle se poursuit jusqu’en Juillet où elle devient complète avec des feuilles vertes. Ces dernières changent de couleur et virent au jaune avant de sécher et chuter en Décembre et Février. La défeuillaison ainsi amorcée devient totale sur la majeure partie de l’individu de Mars à Mai. Quant à la floraison, elle débute entre Février et avril sur des arbres complètement défeuillés ou en début de feuillaison. Les bourgeons floraux évoluent en fleurs complètement épanouies en Juin avant de perdre leurs pièces florales en Juillet. Les jeunes fruits apparus dès Juillet se développent et atteignent leur maturité en Novembre avant de libérer leurs graines après déhiscence du fruit (Bakhoum et al., 1999).
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR STERCULIA SETIGERA ET LA CULTURE IN VITRO
I. DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES SUR STERCULIA SETIGERA
1.1. POSITION SYSTEMATIQUE
1.2. CARACTERES BOTANIQUES DU STERCULIA SETIGERA
1.3. DISTRIBUTION GEOGRAPHIQUE ET ECOLOGIE
1.4. CYCLE PHENOLOGIQUE DU MBEP
1.5. LES DIFFERENTES UTILISATIONS DE L’ESPECE
1.5.1. Importance alimentaire
1.5.2. Importance agro forestière
1.5.3. Importance médicinale
1.5.4. Importances industrielle et économique du mbep
1.6. PERIODES DE PRODUCTION DE GOMME
1.7. METHODES DE SAIGNEES
1.8. LA GOMMOSE
1.8.1. Définition et historique
1.8.2. Les facteurs inducteurs de la gommose chez certaines espèces
1.8.2.1. Le stade phénologique
1.8.2.2. Le stress
1.8.2.3. La pluviométrie
II. GENERALITES SUR LA CULTURE IN VITRO
INTRODUCTION
2.1. HISTORIQUE DE LA CULTURE IN VITRO
2.2. LES BASES THEORIQUES DE LA CULTURE IN VITRO
2.2.1. Les explants
2.2.2. Le milieu de culture
2.2.2.1. Les éléments minéraux
2.2.2.2. Les composés organiques
2.2.2.2.1. Les sucres et acides aminés
2.2.2.2.2. Les vitamines
2.2.2.2.3. Les régulateurs de croissance
2.2.3. Les conditions stériles
2.2.4. L’environnement de culture contrôlé
2.2.5. L’espace réduit
DEUXIEME PARTIE : MICROPROPAGATION A PARTIR DE SEMIS
I – GENERALITES SUR LA GERMINATION
II MATERIEL ET METHODES
2.1. GERMINATION
2.1.1. Le matériel végétal
2.1.2. Protocoles de désinfection des graines et milieux de germination
2.2. LA MICROPROPAGATION
2.2.1. Les explants
2.2.2. Milieu de culture de micropropagation
2.2.3. Effets de différents régulateurs de croissance
2.2.4. Conditions de culture
2.2.5. Enracinement des explants
2.2.5.1. Induction rhizogène longue
2.2.5.2. Induction rhizogène courte
2.2.6. L’acclimatation en serre
2.2.7. Observation et exploitation des résultats
2.2.7.1. Mesure de la croissance des plants
2.2.7.2. Présentation des données et analyse statistique
III. RESULTATS ET DISCUSSION
3.1. GERMINATION SUR EAU GELOSEE
3.2. GERMINATION SUR COTON HYDROPHILE
3.3. EFFET DU TYPE DE MILIEU DE CULTURE SUR LA REACTIVITE DU MATERIEL ISSU DE SEMIS
3.4. INFLUENCE DE LA CONCENTRATION HORMONALE SUR LA REACTIVITE DES EXPLANTS
3.5. INFLUENCE DE LA CONCENTRATION HORMONALE SUR LA MORPHOGENESE
3.6. ENRACINEMENT
3.6.1. Enracinement du matériel juvénile sans apport d’hormones
3.6.2. Induction rhizogène longue
3.6.3. Induction rhizogène rapide
3.6.4. Enracinement sur vermiculite
3.7. ACCLIMATATION DES PLANTS ISSUS DE MATERIEL JEUNE
IV. CONCLUSION PARTIELLE
TROISIEME PARTIE : MICROPROPAGATION A PARTIR DU MATERIEL AGE
I MICROBOUTURAGE IN VITRO
1.1. L’UTILISATION DU MATERIEL AGE EN CULTURE IN VITRO
1.1.1. Influence de l’âge du pied – mère
1.1.2. Influence de la position de l’explant à cultiver sur la plantemère
1.1.3. Influence de la taille de l’explant
1.1.4. Influence de la saison de prélèvement
1.2. MATERIEL ET METHODES
1.2.1. Présentation de la zone de récolte du matériel d’étude
1.2.1.1. Site de Malsine et Sinthiou Dawady
1.2.1.2. Site de Malème Niani
1.2.1.3. Site de Balla
1.2.2. Le matériel végétal
1.2.3. Protocole de désinfection du matériel
1.2.4. Influence de la période de prélèvement sur la reprise des microboutures
1.2.5. Influence de la position de l’explant sur le taux de débourrement
1.2.6. Effet des substances hormonales sur la reprise des explants issus du matériel adulte
1.2.7. Enracinement des vitroplants adultes
1.2.7. Acclimatation
1.3. RESULTATS ET DISCUSSION
1.3.1. Désinfection du matériel
1.3.2. Effet de la période de prélèvement en serre sur la réactivité du matériel
1.3.3. Influence de la position du segment mis en culture sur l’activité morphogène
1.3.4. Influence des conditions d’éclairement sur la reprise d’activité des bourgeons issus d’explants adultes
1.3.5. Influence de différentes combinaisons hormonales sur l’activité morphogène des explants mis en culture
1.3.6. L’enracinement des vitroplants adultes
1.3.7. Acclimatation
1.3.8. Conclusion partielle
II. MICROGREFFAGE IN VITRO
2.1. GENERALITES
2.1.1. Le retour à la juvénilité des tissus végétaux
2.1.2. Le microgreffage en cascade
2.1.3. Les facteurs influençant le greffage
2.1.4. Les phénomènes d’incompatibilité du greffage
2.2. MATERIEL ET METHODES
2.2.1. Technique de microgreffage in vitro
2.2.2. Microgreffage in vitro en cascade
2.3. RESULTATS ET DISCUSSION
2.3.1. Influence de l’âge du greffon sur la réussite du microgreffage
2.3.2. Influence du type de greffon sur la reprise du greffage
2.4. GREFFAGE EN CASCADE
2.5. CONCLUSION PARTIELLE
CONCLUSION GENERALE
