Soutenance mémoire
Généralités sur la reproduction sexuée des angiospermes
Améliorer les variétés demeure un impératif constant pour les généticiens, séléctionneurs-forestiers et autres agrobiologistes. Elle permet par exemple l’obtention de plantes mieux adaptées, présentant une meilleure résistance à divers stress, plus productives en semences de qualité etc. L’un des moyens pour parvenir à cette fin est la pollinisation contrôlée. Seulement, le pollen apporté n’est pas toujours compatible et les hybridations escomptées ne sont pas toujours réussies. Dans les années 1930 déjà, L.V.Michurin en URSS avait essayé d’obtenir des hybrides de fruitiers (cerisier, pommier) adaptés au climat sibérien. Il y parvint avec moins d’1% de rendement grâce à l’effet « mentor » qui cependant reste empirique. Franchir ces barrières ouvrirait donc la voie à la création de nouvelles variétées sans doute intéressantes. Or on le sait, cet aboutissement passe nécessairement par la compréhension et la maîtrise de la morphologie et de la physiologie des organes reproducteurs des angiospermes : les fleurs. C’est bien là l’un des objectifs de la biologie de la reproduction. Au delà de ces aspects purement pratiques, la biologie de la reproduction, par la mise sur pied de banques de pollen contribue substantiellement à la compréhension des réactions d’allergie dues souvent au pollen anémophile. Nous nous intéresserons dans cette étude à la fleur (origine, organisation, action des facteurs externes et internes sur la floraison), aux interactions pollen-pistil, à la fécondation et à l’avortement des fruits.
Origine des fleurs
Les Angiospermes 195 000 espèces (ligneuses et herbacées confondues) possèdent des fleurs très attirantes par leur beauté. Mais ces fleurs ont en même temps une fonction primordiale, car elles recèlent les organes reproducteurs assurant la perpétuation de l’espèce tout en procurant des fruits, des légumes et des céréales dont l’importance est vitale pour les organismes hétérotrophes. Les ébauches florales se forment à partir des bourgeons végétatifs qui, après un certain temps de développement du végétal (correspondant à la maturité de floraison) se transforment en méristèmes reproducteurs. La durée de ce développement est très variable suivant les espèces. Elle est de quelques semaines chez les plantes annuelles comme les herbacées; de 5 à 7 ans chez beaucoup de fruitiers; une cinquantaine d’années chez le chêne.
Dans le bourgeon végétatif se trouve un méristème qui comporte plusieurs territoires, chaque territoire ayant une destinée particulière ; ainsi:
– l’anneau initial donne naissance aux feuilles et aux tissus superficiels de la tige (écorce, périphérie du cylindre central) (Plantefol, 1933).
– le méristème médullaire engendre la moelle
– le méristème d’attente comme son nom l’indique est latent et ne sera fonctionnelle qu’après le virage floral (Buvat, 1955).
Pendant la conversion du méristème végétatif en méristème reproducteur, l’apex perd son fonctionnement plastochronique et l’anneau initial n’est plus régénère ce qui entraîne une organogenèse définie. La conversion débute par l’évocation florale c’est à dire le réveil du méristème d’attente. L’évocation conduit à la formation des primordia des pièces périanthaires et sexuelles: c’est l’initiation florale.
Pendant la mise à fleur, des changements caractéristiques sont notés au niveau des cellules ; ainsi:
– l’anneau initial méristématique s’épuise et n’est plus régénéré,
– les cellules du méristème d’attente sont le siège d’accroissement des systèmes membranaires ; il se produit une synthèse accrue des ARN, des ribosomes puis des protéines totales. Le méristème d’attente qui était latent pendant la phase végétative se réveille et prend le relais de l’anneau initial. Ces changements qui précédent l’organogenèse florale nécessitent 2 à 3 jours (Genevès, 1992).
Pendant l’organogenèse, le proméristème sporogène, différencie les primordia des carpelles et des étamines; le proméristème réceptaculaire engendre les pétales, les sépales dérivent de l’anneau initial. Dans le cas de bourgeons devant donner naissance à des inflorescences, la situation est plus complexe mais de même nature. Pendant le changement de la différenciation, les bourgeons se gonflent, et des déboîtements appelés montaisons marquent l’appareil végétatif. Apres l’initiation florale, la mise à fleur peut prendre plusieurs directions. Soit elle se poursuit, soit elle est différée.
– si elle se poursuit, les ébauches croissent et les fleurs s’épanouissent (cas du Rosier ou de la Vigne ).
– si elle est différée alors les bourgeons entrent en dormance et dans certains cas l’hiver intervient pour lever la dormance (cas du Lilas). Certains arbres comme le Cerisier forment des bourgeons en octobre, l’initiation florale ayant débuté en juillet.
Le virage floral dans la mesure ou elle intervient à une période bien déterminée de la vie de la plante permet de classer les végétaux en 3 groupes: les annuelles, les bisannuelles et les pluriannuelles (Genevès, 1992).
Organisation de la fleur
Les fleurs sont souvent regroupées en ensembles appelés inflorescences, dont plusieurs types sont distingués. On citera, par exemple, les Cymes, les Corymbes, les Grappes. La fleur comprend des organes stériles et des organes fertiles.
Les organes stériles
Les organes stériles sont les bractées, les sépales, les pétales. Ils jouent surtout un rôle protecteur.
– Les bractées : généralement de couleur verte, elles sont considérées comme des feuilles réduites. Les bractées peuvent envelopper les jeunes boutons ou s’en écarter considérablement; dans certains cas, elles sont colorées.
– Les sépales : ils enveloppent le bouton floral. L’ensemble des sépales constituent le calice, ils sont libres chez les fleurs dialisepales; en revanche chez les gamosépales ils sont soudés.
– Les pétales : ce sont des pièces florales généralement atypiques, tant du point de vue morphologique que du point de vue de leur couleur. L’ensemble des pétales d’une fleur constitue la corolle, ces pétales sont généralement riches en divers pigments (flavonoides, anthocyanes, caroténoïdes).
Par leurs couleurs vives et parfois leurs odeurs, les fleurs exercent un effet attractif sur les insectes. Sur le plan morphologique aussi, certains pétales peuvent imiter (mime) les insectes pour les attirer ou leur offrir une surface d’atterrissage pour se poser et réaliser la pollinisation. Chez les fleurs gamopétales, l’accès à la ressource (nectar) est souvent rendu difficile par la conformation du tube de la corolle, ce qui nécessite un agent pollinisateur souvent bien adapté.
Les organes fertiles
L’Androcée: il constitue la partie mâle de la fleur, il est formé par l’ensemble des étamines. Chaque étamine porte un renflement appelé anthère qui est le siège de la formation et de la maturation des grains de pollen (gamétophyte mâle). Un petit mamelon de cellules méristématiques localisé sur le réceptacle floral est à l’origine de l’étamine. Sa section est quadrangulaire et à chacun de ses angles va s’initier des archéspores. Par des divisions périclinales, ces archéspores vont engendrer des cellules pariétales sous épidermiques et des cellules sporogénes internes qui donneront les grains de pollen. Ces cellules sporogénes proliférent et donnent des cellules à noyau volumineux. Ils devront subir une méiose aboutissant à quatre tétraspores haploïdes ; ces cellules initialement regroupées vont subir une maturation pour se transformer en grain de pollen.
le grain de pollen
La morphologie du pollen varie énormément en fonction de l’espèce végétale. Leur diamètre compris entre 8µm (ficus) et 200µm (Cucurbita) délimite un cytoplasme qui contient généralement 2 cellules. La plus grande (cellule végétative), fortement vacuolisée est pourvue d’un noyau et d’un nucléole de grande taille. Il joue un rôle nourricier pour les spermatozoïdes qui sont engendrés par la cellule reproductrice de petite taille contenue dans la cellule végétative. Selon que la formation des spermatozoïdes se déroule dans le tube pollinique ou avant son initiation, on distingue le pollen tricellulaire (souvent récalcitrant à la culture in vitro) et le pollen bicellulaire facile à faire germer sur milieu artificiel (Leduc, Monnier, et Douglas, 1990). Etant un organe de résistance et de dissémination, la vacuole des grains de pollen est fortement déshydratée. En effet, les grains de pollen contiennent en moyenne 15 à 35% de leur poids en eau, contrairement aux organismes vivants qui en contiennent 70. Cette particularité offre au pollen la possibilité de résister à des conditions extrêmes telles la fossilisation, les températures trop basses ou trop élevées. Il faut cependant noter qu’après un certain délai après la déhiscence naturelle des anthères, les grains de pollen commencent par perdre leur capacité germinative avant de mourir. Ce délai qui varie énormément en fonction des espèces végétales et en fonction de la température influence notoirement les succès de la fécondation et donc la productivité. A titre indicatif, le pollen des grainées ne reste viable que pendant 2 heures en moyenne alors que celui du colza peut rester viable pendant 7 jours à la température ambiante (Dumas, 1983). Evaluer la durée du temps de viabilité des grains de pollen apparaît donc comme une précieuse information pour les sélectionneurs. C’est ainsi qu’on a été amené à mettre au point une panoplie de méthodes permettant d’évaluer rapidement la viabilité des grains de pollen ainsi que leur capacité germinative.
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
1. Présentation de Balanites aegyptiaca
1.1. Position systématique
1.2. Répartition géographique
1.3. Ecologie
1.4. Importance socio-économique de l’espèce
1.4.1. Sur le plan alimentaire
1.4.2. Sur le plan médical
1.4.3. Sur le plan technologique
1ère Partie : BIOLOGIE DE LA REPRODUCTION
INTRODUCTION
1. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LA REPRODUCTION DES ANGIOSPERMES
1.1. Généralités sur la reproduction sexuée des angiospermes
1.1.2. Origine des fleurs
1.1.3. Organisation de la fleur
1.1.3.1. Les organes stériles
1.1.3.2. Les organes fertiles
1.1.3.2.1. Le grain de pollen
٭ Les tests de viabilité des grains de pollen
٭ Les tests de germination
• La germination in vivo
• La germination in vitro
٭ L’exine des grains de pollen
٭ L’intine des grains de pollen
1.1.3.2.2. Le gynécée
٭ Le stigmate
٭ Les tests de réceptivité stigmatique
1.2. 1. Environnement et floraison
1.2.1.1. Température et acquisition de l’aptitude à fleurir
1.2.1.2. Photopériodisme et mise en fleur
1.2.2. Facteurs internes liés à la floraison
1.2.2.1. Facteur génétique
1.2.2.2. La Perception du stimulus
1.2.3. Intéraction pollen-pistil
1.2.2.3.1. Compatibilité et germination du tube pollinique
1.2.2.3.2. Mécanismes génétiques de l’auto-incompatibilité
1.2.2.3.2.1. L’auto-incompatibilité sporophytique
1.2.2.3.2.2. L’auto-incompatibilité gamétophytique
1.2.4. Fécondation, fructification et avortement
1.2.4.1. Fécondation
1.2.4.2. Fructification et avortement
1.2.4.2.1. Disponibilité de la ressource : facteur limitant à la productivité
1.2.4.2.2. La limitation des agents pollinisateurs
1.2.4.2.3. La régulation génétique
1.2.4.2.4. La séléction sexuelle
2. MATHERIEL ET METHODES
2.1. Matériel végétal
2.1.1. Les sites d’étude
2.1.2. Les arbres
2.2. Méthodologie
2.2.1. Etudes phénologique
2.2.2. Morphologie florale et dynamique d’ouverture des organes floraux
2.2.2.1. Morphologie florale
2.2.2.2. Dynamique d’ouverture des organes floraux
2.2.3. Etude des organes reproducteurs
2.2.3.1. Le grain de pollen
2.2.3.1. Etude morphologique et structurale
2.2.3.2. Détermination du nombre de grains de pollen par anthère et par fleur
2.2.3.3. Evaluation de la qualité physiologique du pollen
٭ Détermination de la viabilité du pollen par réaction fluorochromatique (FCR)
٭ Test de la capacité germinative du pollen en condition in vitro
٭ Collecte et conservation du pollen
2.2.3.2. Le Pistil
2.2.3.2.1. Etude morphologique
2.2.3.2.2. Détermination du nombre d’ovules par ovaire
2.2.3.2.3. Détermination de la réactivité du stigmate
٭ 1ère Méthode : réaction estérasique
٭ 2ème Méthode : mesure de la croissance stylaire
٭ réaction péroxydasique
2.2.4. Relation pollen-pistil
2.2.4.1. Vecteurs de pollinisation
2.2.4.2. Détermination du mode préférentiel de pollinisation
3. RESULTATS ET DISCUSSION
3.1. Etudes phénologique
3.1.1. Feuillaison et défeuillaison
3.1.2. Floraison et fructification
3.2. Morphologie florale et dynamique d’ouverture des fleurs
3.2.1. Morphologie florale
3.2.1.1. Les inflorescences
3.2.1.2. Caractères de la fleur
3.2.1.3. Le périanthe
3.2.1.4. L’androcée
3.2.1.5. Le pistil
3.2.2. Dynamique d’ouverture des fleurs
3.3. Etude des organes reproducteurs
3.3.1. Le pollen
3.3.1.1. Etude morphologique et structurale
3.3.1.2. Viabilité et germination du pollen
3.3.1.2.1. Viabilité du pollen
3.3.1.2.2. Germination du pollen
3.3.1.2.3. Germination et température de conservation
3.3.2. Le pistil
3.4. Relations pollen-pistil
3.4.1. Vecteurs de pollinisation
3.4. 2. Pollinisation controlée
4. Conclusion
2ème PARTIE POTNTIALITES ORGANOGENES IN VITRO
INTRODUCTION
I. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. 1. Historique
1. 2. Généralités sur les milieux de culture
1. 2. 1. Les éléments minéraux
1. 2. 2. Les sucres
1. 2. 3. Les vitamines
1. 2. 4. Les régulateurs de croissance en culture in vitro
1. 2. 4. 1. Les auxines
1. 2. 4. 2. Les cytokinines
1. 2. 4. 3. Les polyamines
1. 3. Méthodes conventionnelles de multiplication végétative
1. 3. 1. La multiplication végétative in vitro
1. 3. 1. 2. La culture d’organes
1. 3. 1. 3. La culture in vitro des racines
1. 3. 1. 4. L’embryogenèse somatique
1. 3. 1. 5. Le drageonnage
II. MATERIEL ET METHODES
II- Micropropagation à partir de jeunes plantes issues de semis
2. 1 Désinfection du matériel végétal
2.2 Milieu de germination
2.3 Les explants
2.4 Milieu de base pour les cultures
2.5 Les substances organiques
2.6 Conditions de culture
2.7 Étude histocytologique des bourgeons issus de racine
– Fixation et inclusion des échantillons
– Coloration des coupes
II 3. Micropropagation à partir d’arbres adultes
1.1 Matériel biologique
1.2 Désinfection du matériel
1.3 Milieu de base pour les cultures
1.4 Les substances organiques
1.5 Conditions de culture
3. Technique de culture
4. Enracinement
5. Sevrage et acclimatation
6. Observations et exploitation des résultats
III. RESULTATS DISCUSSION
I. Matériel jeune issus de segments de racines excisées
I. 1. Désinfection du matériel végétal
I. 2. Germination des graines
I. 3. Micropropagation à partir de segments de racines excisés
I. 3.1. Influences des différents milieux de culture et de la concentration hormonale sur l’activité morphogène et la reprise de croissance des explants mis en culture
– Effet des milieux de culture
– Effet de la concentration hormonale
1. 3. 2. Reprise d’activité des explants issus de segments de racines excisées
I. 3. 3. Influence de la position du segment de racine mis en culture sur l’activité morphogène
I. 3. 4. Influence de l’obscurité sur la néoformation de bourgeons issus de segments de racines excisées
I. 4. Etudes Histocytologiques des bourgeons issus de la culture de segments de racines excisées
I. 5. Enracinement
1. 5. 1. L’Induction rhizogène rapide
1. 5. 2. L’Induction rhizogène prolongée
II. Matériel issus de nœuds adultes
II. 1. Désinfection du matériel végétal
II. 2. Micropropagation
II. 2. 1. Influences des différents milieux de culture sur l’activité morphogène et la reprise de croissance des explants mis en culture
II. 2. 2. Reprise d’activité des nœuds axillaires issus de plantes adultes après leur mise en culture
II. 2. 3. Influence de l’âge ontogénique sur la reprise de la croissance
II. 2. 4. Influence de la période de prélèvement sur l’activité morphogène et la reprise de croissance des bourgeons issus de nœuds adultes
II. 2. 5. Influence de différentes phytohormones sur l’activité morphogène des bourgeons issus de nœuds adultes
II. 3. Enracinement des microboutures
II. 3. 1. L’Induction rhizogène rapide
II. 3. 2. L’Induction rhizogène prolongée
III. Acclimatation des vitroplants
7. Conclusion
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
