Formation de capsules à cœur aqueux

LE PROCESSUS D’ENCAPSULATION consiste à emprisonner une ou plusieurs substances au sein d’un matériau enrobant semi-perméable. L’objet obtenu peut se présenter sous la forme d’une bille (une matrice continue de matériau enrobant dans laquelle la substance encapsulée est dispersée) ou d’une capsule (un objet possédant une structure de type cœur-coque où la substance encapsulée compose le cœur qui est entouré d’une membrane constituée du matériau enrobant).

Depuis le début des années 1930, ces objets ont connu un essor important dans de nombreux domaines et pour des applications variées [157, 147]. Ils peuvent par exemple être utilisés pour :
— protéger la substance encapsulée du milieu environnant. Cela permet par exemple d’améliorer la stabilité d’une dispersion, de prévenir une dénaturation de la substance encapsulée, d’empêcher une réaction chimique avec un composé extérieur ou encore de ralentir l’oxydation et l’évaporation du composé encapsulé.
— contrôler la libération de la substance encapsulée. Un fois isolé au sein d’une bille ou d’une capsule, le composé peut ensuite être libéré par dégradation du matériau enrobant au moment voulu. Selon le matériau utilisé cette dégradation pourra être contrôlée par des moyens mécaniques (cisaillement, …), chimiques ou physico chimiques (modification du pH, solubilisation, …). Cette fonction permet en particulier l’utilisation de ces objets comme vecteurs de substances actives pour des applications cosmétiques ou pharmaceutiques.
— structurer et fonctionnaliser : l’encapsulation peut modifier les propriétés physiques et physico-chimiques de la substance encapsulée ou du milieu environnant dans lequel elles sont intégrées.

Ces fonctions ont permis le développement de nombreuses applications notamment dans les industries cosmétiques [66, 126], pharmaceutiques [143], textiles [108, 114], agroalimentaires [128], du papier [99, 158] ou du bâtiment [87].

Plus récemment, l’encapsulation a trouvé des applications en biologie. La compartimentation de l’espace qu’induit l’encapsulation permet en effet d’utiliser les capsules comme bioréacteurs [118, 144, 90, 109, 98]. Il est possible d’encapsuler des cellules qui vont ensuite se développer et éventuellement se diviser au sein de la capsule. L’encapsulation de cellules uniques permet en outre l’obtention de colonies monoclonales [153]. La possibilité de produire un grand nombre de capsules identiques ouvre aussi la voie à du tri cellulaire ou de substances actives [94]. Enfin, l’encapsulation permet la culture d’agrégats cellulaires. Dans les organismes multicellulaires, les cellules possèdent une structure en trois dimensions et elles expérimentent un environnement tridimensionnel. Les méthodes de cultures classiques pour les tissus cellulaires (boîtes de petri, …) permettent uniquement l’obtention de structures bidimensionnelles très éloignées des situations in vivo. Il a été montré que l’utilisation de ces structures en deux dimensions expliquait dans certains cas l’incapacité des tissus cultivés à reproduire les comportements observés in vivo [45]. La culture de sphéroïdes en trois dimensions représente donc une avancée importante en biologie, en particulier dans l’étude des cellules tumorales [138].

Une telle compartimentation de l’espace est aussi possible en utilisant simplement des gouttes dispersées dans une phase continue immiscible. Les gouttes d’émulsion sont ainsi utilisées depuis longtemps comme bioréacteurs [93, 113]. Plus récemment, la possibilité de produire à haut débit et de façon contrôlée des gouttes en microfluidique a aussi permis d’utiliser ces systèmes pour du tri cellulaire, de l’analyse à haut débit, … [91, 77, 23, 11]. Toutefois, les capsules présentent l’avantage de posséder une membrane. Celle-ci confère une protection contre les contraintes mécaniques ce qui facilite leur manipulation et permet de les utiliser sous agitation. La membrane opposera aussi une contrainte (généralement élastique) au développement des cellules au sein de la capsule. Dans le cas de la culture d’agrégats cellulaires, ceci permet de créer un environnement tridimensionnel pour les cellules encapsulées et de se rapprocher des conditions in vivo. Dans certains cas, la contrainte exercée in vivo sur les cellules par la matrice extracellulaire et recréée in vitro par la membrane, joue un rôle crucial sur le développement et le métabolisme cellulaires [2]. Enfin, la semiperméabilité de la membrane des capsules permet de contrôler les échanges moléculaires entre l’intérieur et l’extérieur de la capsule. Comme représenté sur la figure I.1, la taille typique des pores de la membrane permet en général à l’oxygène et aux nutriments, nécessaires au développement et au métabolisme des cellules encapsulées, de circuler librement à travers la membrane. En revanche, les pores sont trop petits pour laisser passer les cellules encapsulées qui restent emprisonnées. De la même façon aucune cellule extérieure ne pourra pénétrer au sein de la capsule.  En débutant par une collaboration avec l’équipe de Pierre Nassoy de l’Institut Curie, c’est dans ce contexte d’encapsulation pour la biologie que s’est déroulée cette thèse. Il y a quelques années, le laboratoire a en effet développé une technique d’encapsulation originale permettant la formation de capsules millimétriques à cœur aqueux pouvant servir de bioréacteurs. Cependant, pour certaines applications, notamment l’encapsulation d’agrégats de cellules tumorales, il peut être nécessaire de réduire la taille des capsules. Au cours de cette thèse, il a ainsi fallu adapter le processus d’encapsulation développé au laboratoire afin de pouvoir former des capsules de taille submillimétrique. Outre cet aspect technique, l’objectif de cette thèse est de comprendre les mécanismes physiques régissant la formation de ces capsules, afin de mieux la maîtriser.

Techniques d’encapsulation

Pour des applications en biologie, l’encapsulation au sein de billes est souvent peu adaptée ou limitante quant aux applications possibles. Les cellules encapsulées sont en effet piégées au sein d’une matrice continue de gel ce qui limite leur croissance et une éventuelle agrégation cellulaire [88]. La formation de capsules avec un cœur liquide aqueux est par conséquent plus adaptée et souvent nécessaire. C’est pourquoi nous traiterons dans ce chapitre essentiellement de la formation de capsules à cœur aqueux.

Formation de gouttes

Pour former des capsules à cœur liquide, il est tout d’abord nécessaire de former des gouttes liquides. À l’issue du processus d’encapsulation, ces gouttes constitueront le cœur liquide des capsules. La formation de gouttes passe nécessairement par la fragmentation d’un liquide, ce qui requiert la création d’une interface. Il existe ainsi globalement deux procédés pour former des gouttes : l’émulsification (où une interface est créée entre deux liquides immiscibles) et l’atomisation (où une interface est créée avec l’air ambiant).

Émulsification
L’émulsification requiert l’utilisation de deux liquides immiscibles (ou possédant entre eux une tension de surface) et consiste à disperser des gouttes de l’un des deux liquides (la phase dispersée) dans le second (la phase continue) en présence de tensioactifs pour stabiliser l’émulsion [92]. Cette dispersion s’effectue généralement par cisaillement (mécanique, ultrasonore, etc.) et mène à la formation de gouttes polydisperses, dont la taille est difficilement contrôlable. L’inhomogénéité du cisaillement imposé induit en effet une dispersion des tailles des gouttes formées.

Les systèmes microfluidiques représentent aujourd’hui une nouvelle voie d’émulsification. Ils permettent en effet de contrôler la taille des gouttes formées en les produisant une à une au sein de dispositifs de taille micrométrique. Ceux-ci tirent profit de l’écoulement de deux liquides immiscibles au sein de quatres géométries principales [21] (les jonctions T ou Y [141], flow focusing [7], émulsification à la marche [84] et co-écoulement [42]) pour former des gouttes de taille calibrée. Ces systèmes permettent aussi bien la formation d’émulsions simples que d’émulsions doubles. Sur la figure I.2, issue des travaux de Utada et al. [146] on peut voir la formation d’émulsions doubles monodisperses réalisées en une seule étape avec des capillaires en verre. En une seule étape le fluide interne est encapsulé dans une goutte de fluide intermédiaire, elle-même dispersée dans le fluide externe. Le rayon des gouttes obtenues et le rayon du cœur de fluide interne sont contrôlés par le rapport entre les débits des différents fluides [71]. La possibilité de former ces bigouttes et leur stabilité dépend des valeurs du paramètre d’étalement entre les différents fluides [117].

Atomisation
Une autre voie pour la formation de gouttes liquides est l’atomisation. Le liquide est alors fragmenté directement dans l’air et c’est la tension de surface avec l’air ambiant qui contrôle la fragmentation. Le processus d’atomisation le plus simple s’effectue en régime goutte à goutte : un liquide est mis sous écoulement au sein d’un tube d’où il émerge en formant des gouttes qui se détachent de façon périodique. La compétition des forces en présence (la capillarité qui s’oppose au détachement de la goutte et la gravité qui l’induit) permet la formation de gouttes monodisperses dont la taille est contrôlée par le diamètre du tube et les propriétés du liquide (cf. section I.2.2). Si deux fluides sont utilisés et mis sous co-écoulement au sein du tube il est possible en utilisant le même procédé de former des bigouttes. Si le débit d’injection du liquide utilisé est augmenté, un jet se forme en sortie du tube et non plus des gouttes : on dit que le système passe en régime jet (cf. section I.3 pour une discussion sur cette transition). Naturellement, l’existence d’une tension de surface entre le liquide et l’air ambiant entraine la fragmentation du jet en gouttes. L’instabilité capillaire à l’origine de cette fragmentation est appelée instabilité de Rayleigh-Plateau et sera discutée au chapitre IV. La fragmentation naturelle du jet donne cependant naissance à des gouttes polydisperses. Pour contrôler la taille des gouttes formées, il est nécessaire de contrôler la fragmentation du jet en imposant une excitation. Les techniques les plus classiques consistent à utiliser un champ électrique [61] ou à faire vibrer le jet à l’aide d’ondes acoustiques [119] ou d’un actuateur piézoélectrique [37, 83, 155]. Une autre technique appelée electrospray consiste à imposer une différence de potentiel très élevée, de plusieurs kilo volts, entre le jet et une contre électrode. Le jet se fragmente alors en gouttes chargées qui se repoussent et sont attirées par la contre électrode. Cette technique, comparable à celle utilisée dans les spectromètres de masse, nécessite bien entendu l’utilisation de fluides conducteurs. Elle permet souvent de former des gouttes de faible taille (ă 100µm) mais ne permet pas un très bon contrôle de cette taille. Les gouttes formées sont par conséquent souvent polydisperses [101, 58]. Comme dans le régime goutte à goutte, l’utilisation de deux fluides mis en co-écoulement, permet la formation d’un jet composé de deux liquides et la formation de bigouttes.

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Table des matières

Introduction
I Formation de capsules à cœur aqueux
I.1 Techniques d’encapsulation
I.1.1 Formation de gouttes
I.1.2 Formation d’une membrane
I.2 Une technique originale pour former des capsules à cœur aqueux comportant une membrane d’hydrogel
I.2.1 L’alginate
I.2.2 Formation et propriétés des capsules en régime goutte à goutte
I.2.3 Comparaison avec les autres techniques d’encapsulation
I.3 Formation de capsules par fragmentation d’un jet composé
I.3.1 Vers des capsules plus petites pour des applications en biologie
I.3.2 Transition dripping-jetting
I.3.3 Premières applications de ces capsules
I.3.4 Une méthode d’encapsulation nouvelle ?
I.4 Conclusion
II Co-écoulement sous confinement
II.1 Position de l’interface au sein d’un co-écoulement stratifié confiné
II.1.1 Équations générales
II.1.2 Fluides newtoniens
II.1.3 Fluides non newtoniens
II.2 Instabilité au sein d’un écoulement stratifié – état de l’art
II.2.1 Instabilité visqueuse au sein d’un écoulement stratifié de fluides newtoniens
II.2.2 Instabilité élastique au sein d’un écoulement stratifié de fluides non newtoniens miscibles en géométrie cylindrique
II.3 Dispositif expérimental utilisé et protocole suivi
II.3.1 Dispositif expérimental
II.3.2 Propriétés des fluides utilisés
II.3.3 Grandeurs caractéristiques
II.4 Coextrusion sous confinement
II.4.1 Eau – glycérol
II.4.2 Eau – PEO
II.4.3 Eau – Alginate
II.5 Effet du sel sur l’instabilité de cisaillement
II.5.1 Eau salée – alginate
II.5.2 Comment comprendre l’effet du sel sur l’instabilité de cisaillement ?
II.6 Comment retrouver un co-écoulement stable ?
II.7 Conclusion
III Formation d’un jet liquide
III.1 Suppression du confinement et formation d’un jet composé
III.1.1 Dispositif expérimental
III.1.2 Formation d’un jet composé
III.2 Relaxation des contraintes en sortie d’extrusion
III.3 Battement d’un jet composé
III.4 Relaxation asymétrique de la vitesse d’un jet en sortie d’extrusion
III.5 Conclusion
IV Fragmentation
IV.1 De la fragmentation d’un jet simple à la fragmentation d’un jet composé – état de l’art
IV.2 Étude expérimentale de la fragmentation d’un jet composé
IV.2.1 Dispositif expérimental
IV.2.2 Évolution de la vitesse d’onde
IV.2.3 Effet des propriétés des liquides sur la courbe de dispersion
IV.3 Influence des tensioactifs sur la fragmentation
IV.3.1 Modification de γ et variation de la longueur de fragmentation
IV.3.2 Effet Marangoni et ralentissement de l’instabilité de Rayleigh-Plateau
IV.4 Origine de la dispersion de la vitesse d’onde
IV.4.1 Mécanisme d’amplification de la dispersion de la vitesse d’onde
IV.4.2 Influence des tensioactifs sur la vitesse d’onde et sa dispersion
IV.4.3 Dispersion de la vitesse et coalescence au sein du jet
IV.5 Conclusion
V Encapsulation
V.1 Taux d’encapsulation
V.1.1 Battement du jet et encapsulation
V.1.2 Bain de gélification
V.1.3 Concentration en SDS dans la solution d’alginate
V.2 Contrôle de la taille et de la monodispersité des capsules
V.2.1 Paramètres de contrôle de la taille des capsules
V.2.2 Coalescence
V.3 Contrôle de la forme des capsules
V.4 Conclusion
Conclusion

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