Extraction des tissus

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MATÉRIELS ET MÉTHODES

Capture des Morues

Les morues du sud du golfe Saint-Laurent (stock 4TVn) ont été capturées entre le 17 et le 24 septembre 2001 dans la baie des Chaleurs, au large de Grande-Rivière, sur le banc de Miscou. Les traits de chalut étaient de 20 à 30 minutes, à une profondeur de 70 à 90 m.
Les morues mesurant entre 30 et 50 cm ont été sélectionnées puis stockées sur le bateaudans des bacs isolés de 1 000 L remplis d’eau de mer entre 3 oC et 8 oC. Elles ont été gardées quelques heures à la station aquicole de Grande-Rivière pour être ensuite
acheminées vers l’Institut Maurice Lamontagne (IML) par camion, dans des bacs isolés de 1 000 L dont la température était maintenue entre 7 et 8 Oc par ajout de glace d’eau de mer.
Un système d’aération a été utilisé pendant le transport.
Les morues de l’ouest du Plateau néo-écossais (stock 4X) ont été capturées les 4 et 5 octobre 2001 dans la baie de Fundy, près de l’île de Grand Manan. De la même façon, les morues mesurant entre 30 et 50 cm ont été acheminées vers l’IML par camion, dans des
bacs isolés de 1 000 L munis d’un système d’aération et dont l’eau était maintenue cette fois-ci à une température entre 5 et 7 oC par ajout de glace d’eau de mer. Lors des deux missions, la température de l’eau a été mesurée sur les fonds de pêche et était entre 0,5 et 1,0 Oc sur le banc de Miscou et entre 8 et 9 oC près de Grand Manan.

Acclimatation

À leur arrivée à l’IML, les morues des deux stocks ont été placées dans des bassinscirculaires de quarantaine de 7 m3
. Les blessures et les parasites externes ont été traités au bleu de méthylène (2 mg ri) et avec une solution de formaldéhyde (0,2 mg ri). Les morues sont restées dans ces bassins jusqu’au début de l’expérience le 12 novembre, nourries deux fois par semaine de capelans décongelés. Pendant cette période, elles ont été exposées à une photopériode naturelle pour la région et aux conditions de salinité et température résumées sur le tableau ci-dessous (Tableau 1). Ainsi les morues des deux stocks ont été traitées de façon rigoureusement identique entre le moment de leur pêche et le début de l’expérience.

Expériences de croissance

L’expérience a débuté le 19 novembre 2001 pour se terminer le 19 janvier 2002.
Quatre lignes de quatre bassins de 890 1 (Figure 1) chacun ont été mises en eau aux quatre températures de l’expérience de croissance : 1°C, 3 oC, 5 oC, 7 oC, avec un débit de 10 1 min·\ et la salinité naturelle (entre 27,3 et 30,3). Des néons ont été ajustés pour reproduire la photopériode naturelle de Mont-Joli à cette période de l’année. Deux bassins par ligne ont été alloués aléatoirement à chaque stock. Les lignes étaient équipées d’un système de circulation d’eau semi ouvert, d’un système de contrôle de température, d’un système de filtre à sable (Laser 192 ou 225, Jacuzzi, Etobicoke, Canada) et de thermo-pompes (1MAG US, Jacuzzi, Etobicoke, Canada). L’oxygène dissous était maintenu au dessus de 80% de saturation.Quatre-vingts poissons de chaque stock ont été anesthésiés (benzocaïne, 100 g ri pour la solution mère, 30 ml pour 60 1), mesurés (longueur à la fourche ±1 mm), pesés (masse totale ±1 g) et marqués à l’aide de transpondeurs passifs miniaturisés (Avid Pit Tags, longueur 12 mm) implantés dans le muscle au dessus de la ligne médiolatérale. Ils ont ensuite été répartis aléatoirement, avec un maximum de dix poissons par bassin, dans les deux bassins de chaque ligne alloués à leur stock. La salinité, la température et l’oxygène dissous ont été notés chaque matin et ajustés au besoin. Les mortalités ont aussi été contrôlées tous les jours. Les poissons morts ont été mesurés, pesés puis congelés en vue de leur future dissection.Les poissons ont été nourris une fois par jour, à satiété, sept jours par semaine: cinq jours de capelans décongelés coupés en deux, et deux jours de crevettes dont les rostres étaient coupés. Toutes les portions distribuées pendant la durée du repas (1 heure) ont été pesées. Les restes de chaque repas ont été péchés, séchés au papier absorbant puis pesés. Des vitamines ont été rajoutées deux fois par semaine à la ration de capelans (Pacific Research Laboratories Inc., Seatabs® for fish). Les poissons ont été nourris ainsi pendant 57 jours, puis ont subi deux jours de jeûne avant d’être disséqués au terme des 8 semaines
d’expérience.

Calculs

Les taux de croissance, le facteur de condition et les divers indices somatiques ont été détenninés individuellement tandis que l’ingestion et l’efficacité de conversion ont été exprimées par bassin de 10 poissons.La croissance individuelle est exprimée par le taux de croissance spécifique (SOR) en utilisant la formule:SGR (en % de masse corporelle – jour -1) = 100 – [(ln Mf-lnMi) – (T)-Il où Mf représente la masse totale finale (g), Mi la masse totale initiale (g) et T la durée de l’expérience de croissance, en jour (Jobling 1988). La même formule a été utilisée pour le taux de croissance spécifique en longueur.Les indices somatiques de divers tissus (foie rus, creca pyloriques ICaS, intestin ilS, gonades lOS, carcasse ICS) sont calculés suivant la formule :
Indice (% de la masse corporelle)=lOO – (masse du tissu – masse somatiqueI) où les mas~es somatiques (g) sont obtenues en soustrayant la masse des gonades et du contenu stomacal de la masse totale (Lambert et Dutil 1997a) .Le facteur de condition de Fulton (K) est calculé par la formule:K=lOO – (masse somatique -longueur·3) où la longueur est celle à la fourche en cm (Lambert et Dutil 1997a)L’ingestion par bassin (% de la masse corporelle initiale ejour1) est exprimée par le pourcentage de la masse corporelle totale initiale du bassin qui est consommée par jour :1 = (consommation totale de nourriture par bassin x 100) [masse corporelle totale initiale par bassin x nombre de jours de l’expérience] où la consommation totale de nourriture et la masse corporelle initiale sont exprimées en g (Ogata et al. 2002).L’efficacité de conversion alimentaire ECA par bassin (%) est calculée en exprimant ·le gain de masse totale du poisson (g) comme une proportion de la consommation totale de nourriture (g) durant l’expérience de croissance:ECA = (Mft – Mit) e masse totale ingérée par bassin-1 où Mft est la masse finale totale par bassin, Mit est la masse initiale totale par bassin (Ogataet al. 2002).
En ce qui concerne la maturation sexuelle des individus, on a choisit un indice pourdiscriminer les individus matures des individus immatures. On a choisi une valeur del’indice gonado-somatique de 3% au dessus de laquelle il ne peut y avoir d’individus immatures et en dessous de laquelle il n’est pas vraiment possible de distinguer les individus en voie de maturation des individus immatures sur la base de la masse desgonades (Dutil J.-D., Lambert Y. et al. 2003).

Extraction des tissus

Au début de l’expérience, vingt poissons de chaque groupe ont été anesthésiés(benzocaïne, 100 g ri pour la solution mère, 30 ml pour 601), mesurés (longueur à la fourche, ± 1 mm) et pesés (masse totale ± 1 g). Ces poissons constituent le groupe de contrôle de cette expérience. Les morues ont été sexées, disséquées et les mesures suivantes ont été faites: masses du contenu stomacal (± 1 g), de l’intestin (vidé des fécès et du mucus, coupé des c<eca pyloriques à l’anus), des c<eca pyloriques rincés, des gonades, du foie et de la carcasse (éviscérée, étêtée). Des échantillons des c<eca (triturés avec une lame de rasoir et séparés en 4 parties homogènes), de l’intestin (coupé en deux dans le sens de la longueur), du muscle (:::: 15 g, prélevés entre les nageoires dorsales et la ligne médiolatérale), du foie et des gonades ont été congelés dans de l’azote liquide puis conservés à- 80 D C jusqu’aux analyses. Les poissons de l’expérience ont été tués par un coup derrière la tête, 48 heures après le dernier repas. Les mêmes mesures ont été réalisées et les mêmes échantillons prélevés pendant leur dissection.

Dosages enzymatiques

Dosage de la citrate synthase (CS) et de la cytochrome c oxydase (CCO)
Nous avons utilisé les méthodes de dosages telles que décrites par (Pelletier et al(1994). Ces dosages ont été réalisés sur 0,5 g d’échantillons d’intestin et de creca pyloriques. Pour les deux types d’analyses, le même pré-tampon d’homogénéisation a été utilisé (Imidazole 50 mM, MgClz 2 mM, EDTA 5 mM, Triton X-100 0,1 %, glutathione réduit 1 mM à pH 7,5). Les échantillons ont été dilués dans ce pré-tampon additionné d’ un inhibiteur général des protéases: le phényl méthyl sulphonyl fluoride (PMSF), 0,1 mM pour les intestins et 1 mM pour les creca pyloriques, puis homogénéisés 3 x 20 sec. Les échantillons ont été placés dans de la glace entre chaque manipulation et centrifugés

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Table des matières

REMERCIEMENTS
RÉsUMÉ
TABLE DES MATIÈRES
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
1 - INTRODUCTION
1 - 1 Mise en contexte
1 - 2 Les stocks de morues franches et la température
1 - 3 La croissance
1 - 4 Objectifs et hypothèses
2 - MATÉRIELS ET MÉTHODES
2 - 1 Capture des Morues
2 - 2 Acclimatation
2 - 3 Expériences de croissance
2 - 4 Calculs
2 - 5 Extraction des tissus
2 - 6 Dosages enzymatiques
2 - 6. 1 Dosage de la citrate synthase et de la cytochrome c oxydase
2 - 6. 2 Cytochrome c oxydase
2 - 6.3 Citrate synthase
2 -7 Analyses statistiques
3 - RÉSULTATS
3 - 1 Conditions initiales
3 - 2 us taux de croissance
3 - 3 Indices somatiques
3 - 3. 1 Indice hépato-somatique
3 - 3.2 Indice gonado-somatique
3 - 3. 3 Indice creca-somatique
3 - 3.4 Indice carcasso-somatique
3 - 3.5 Indice intestino-somatique
3 - 4 Efficacité brute de conversion alimentaire
3 - 5 Activités enzymatiques
3 - 5. 1 Cytochrome c oxidase dans les creca pyloriques
3 - 5. 2 Cytochrome c oxidase dans les intestins
3 - 5. 3 Citrate synthase dans les creca pyloriques
3 - 5. 4 Citrate synthase dans les intestins
3 - 6 Maturation
4 - DISCUSSION
4-1 Croissance et indices de masse corporels
4-2 Croissance et activités enzymatiques
4-3 Conclusion
5 - Bibliographie

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