Soutenance mémoire
Evolution des paramètres chiffrés de l’hémogramme chez le chat
SYNTHESE ET DISCUSSION DES RÉSULTATS
Discussion du protocole utilisé pour l’étude de conservation
La première partie matériel et méthodes présente d’une part l’échantillon des animaux choisis, d’autre part les différentes étapes du protocole utilisé pour évaluer l’influence du temps de conservation du sang sur l’hémogramme du chien et du chat.
Nous allons donc discuter successivement du choix des animaux, de la qualité des prélèvements utilisés, puis de la réalisation du protocole.
Critères de choix des animaux
Aucun critère discriminant n’a été utilisé pour la sélection des échantillons retenus. Des animaux d’âge, sexe, espèces différentes et atteints d’affections diverses, ont été gardés. Certains d’entre eux étaient même en bon état général. Ce sont des animaux pour lesquels un hémogramme a été réalisé par exemple à l’occasion d’un bilan biologique préopératoire.De cette manière, nous avons tenté de constituer un échantillon représentatif d’une grande partie des situations cliniques dans lesquelles le praticien demande un hémogramme. De plus, cette méthode de tri limite le risque d’introduire un biais dans l’étude de la conservation du sang.En effet, on peut aisément imaginer que la stabilité au cours du temps des paramètres chiffrés et de la morphologie des cellules dépend de l’affection dont souffre l’animal.Le premier critère de sélection a donc été l’obtention d’un échantillon varié de cas “panachés”.Le deuxième critère de sélection a été de retenir uniquement les prélèvements de qualité.
Qualité des prélèvements utilisés :
Les caractéristiques macroscopiques du prélèvement sanguin qui peuvent interférer avec la mesure correcte des paramètres par le Vet abc, comme la couleur du plasma ou l’hémolyse, et les animaux concernés sont répertoriés dans le tableau n°3 situé en annexe.On n’a qu’un cas de plasma faiblement hémolysé ; le chien n°1622 dont l’hémogramme présente au cours du temps, trois erreurs d’interprétations concernant la numération des hématies, l’IDR et l’hémoglobinémie.Le nombre d’alarmes présentes est aussi un critère de qualité du prélèvement sanguin.Parmi toutes les alarmes décrites dans la première partie, seules certaines lorsqu’elles sont présentes indiquent que les résultats ne peuvent être pris en compte, comme l’alarme * et l ’alarme —D. En effet, l’alarme * indique que l’appareil a obtenu trois résultats différents sur trois mesures et que l’on doit procéder à une nouvelle analyse. L’alarme —D signale un dépassement de capacité du Vet abc et qu’il faut effectuer une mesure après dilution de l’échantillon sanguin.
Ce sont les alarmes présentes à T0h qui sont les plus intéressantes à rechercher car elles évaluent réellement la qualité des prélèvements à T0h, alors que l’apparition d’alarmes au cours du temps donnent des informations sur la conservation du sang. Les alarmes * et D ne sont pas présentes à T0h.L’alarme * est associée à la numération leucocytaire mesurée à T24h pour 3 chats (n°246-353- 1518) et pour 2 chiens (n°1482-1635). L’hématocrite, l’IDR, le VGM, la TCMH et la CCMH du chat et du chien ne sont jamais accompagnés d’aucune sorte d’alarme dans cette étude. L’alarme —D est présente sur les résultats de la numération érythrocytaire du chat lorsque le Vet abc n’affiche pas les résultats à T3h et à T24h.Le nombre d’alarmes apparues dans l’étude est donc faible et négligeable.L’annexe n°1 décrit tous les cas où le Vet abc n’affiche pas les résultats de l’hémogramme.Les paramètres les plus concernés sont la numération des hématies du chat avec deux numérations à T3h et quatre numérations à T24h non données, ainsi que la courbe leucocytaire à T24h non dessinée pour six animaux.En conclusion, on peut donc affirmer que les prélèvements sanguins analysés par le Vet abc ont été dans l’ensemble de bonne qualité et permettent une analyse satisfaisante des résultats obtenus.
Discussion du protocole
L’étude de conservation principale a consisté à comparer les résultats de l’hémogramme obtenus à deux temps : T0h et à T24h. L’hémogramme a aussi été réalisé à T3h pour certains chats.Les trois temps choisis correspondent à trois situations cliniques différentes :· T0h : Temps de référence : il correspond à une situation idéale dans laquelle le vétérinaire dispose d’un automate d’hématologie et réalise le comptage cellulaire et le frottis dans le cadre de sa consultation.
· T3h : Délai correspondant à la situation la plus fréquente dans la réalité ; c’est la situation où l’analyse est effectuée par un laboratoire extérieur. Les 3 heures correspondent au temps nécessaire pour que les propriétaires de l’animal amènent le tube et que le laboratoire l’analyse.
· T24 h : Situation correspondant à un retard dans l’analyse ou à l’acheminement du prélèvement par exemple suite à un envoi postal.
Nous avons volontairement allégé le protocole en n’évaluant l’influence de la conservation du sang qu’à deux temps (T3h,T24h) chez le chat, et à un temps (T24h) chez le chien. En effet, les cellules sanguines du chien, en particulier les globules blancs et les plaquettes, sont classiquement reconnues comme moins fragiles que celles du chat. L’étude de la conservation du sang réalisé à T3h chez le chat permet de savoir si l’évolution des paramètres de l’hémogramme est précoce ou non.Pour simplifier le protocole, nous n’avons pas réalisé systématiquement un microhématocrite à T3h et à T24h pour valider la valeur calculée par le Vet abc de l’hématocrite. Cependant, dans l’étude, on a quelques cas où l’on note une forte variation de l’hématocrite. La réalisation d’un microhématocrite dans ces cas aurait permis de confirmer que la valeur de l’hématocrite donnée par le Vet abc était fausse.De même, l’homogénéisation du prélèvement sanguin qui a été laissé reposé sur un portoir vertical pendant 24 heures, s’est fait en retournant plusieurs fois le tube doucement.
Cependant, on constate après analyse des résultats de l’hémogramme dans la deuxième partie que d’assez nombreux cas d’erreurs d’interprétations sont vraisemblablement la conséquence d’un défaut d’homogénéisation du tube de sang. Une autre étude de conservation [9] évoque la nécessité d’une agitation douce d’au moins 5 minutes dans le protocole. Une meilleure standardisation de l’homogénéisation du prélèvement ou l ’utilisation d’un agitateur aurait donc été nécessaire dans notre étude.
Synthèse et discussion de l’effet de la conservation du sang sur l’hémogramme du chien et du chat
Dans cette seconde partie, nous allons synthétiser les différentes évolutions des paramètres et constituants de l’hémogramme du chat et du chien et ainsi déterminer l’influence de la conservation du sang. Puis nous allons comparer nos résultats à ceux trouvés dans la bibliographie.
On dispose de peu d’études bibliographiques concernant l’influence de la conservation sur l’hémogramme. Nous allons présenter une à une, les cinq références bibliographiques les plus significatives en insistant sur les points communs et les différences des protocoles par rapport à celui que nous avons utilisé.
L’étude n° 1 [9] (1997) porte sur les échantillons sanguins de 10 chiens et de 10 chats sains, analysés par un automate d’hématologie de type coulter le Sysmex F 800, sur plusieurs temps avec un délai maximum de 72h. Elle donne, pour ces différents temps, la moyenne des résultats des 10 animaux, et précise si cette moyenne est significativement différente de celle de T0h.
L’étude n°2 [7] est effectuée par Grenn (1976) à partir des échantillons sanguins de 12 chats et de 12 chiens sains et malades, choisis au hasard comme dans notre étude. Cependant dans cette étude, le sang est posté. Cela ajoute donc l’effet agitation à l’effet conservation à température ambiante. Les prélèvements sanguins sont analysés à des temps variables, fonction du délai postal, avec une moyenne de 72h pour le chien et de 73.8 h pour le chat. Les points communs avec notre étude sont l’utilisation d’un appareil type coulter ainsi que l’étude statistique basée sur le calcul des différences moyennes et l’emploi du test de Student en série appariée.
Dans l’étude n°3, Hinton et Jones (1978) [8] comparent les résultats moyens des paramètres des hématies de deux populations de chiens. Les deux moyennes comparées sont celles des échantillons analysés tout de suite et celle des échantillons envoyés par la poste.
L’étude n°4, réalisée par D’Hont (1995) [15] et qui a pour objet la validation d’un automate de type coulter le MS9, comporte également une étude de conservation, comparant les résultats de l’hémogramme donnés à T0h et à T24h, pour 9 chiens sains et 6 chats sains et malades.
L’étude n°5 [5], effectuée par Fontaine (1987) à partir des prélèvements de 5 chats sains anesthésiés à la kétamine (ImalgèneÒ), évalue l’évolution de certains paramètres de l’hémogramme dans trois situations différentes. Les échantillons sont conservés soit à température ambiante, soit à 4°C et sont analysés à des différents temps allant jusqu’à T 96 h. De plus, un échantillon est posté et étudié à la réception c’est à dire à un temps variable. L’effet de la conservation est déterminé par le calcul des variations des résultats en pourcentage par rapport à la valeur de T0h.
Toutes ces références bibliographiques bien que différentes dans le choix des échantillons, le protocole utilisé et l’analyse statistique employée, sont intéressantes à comparer à nos résultats.
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Table des matières
Remerciements
Table des matières
Sommaire des annexes
Liste des tableaux et graphiques
Introduction
PREMIÈRE PARTIE : Matériel et méthodes
I – Présentation des animaux retenus pour l’étude de la conservation du sang
II – Description de l’expérience
III – L’hémogramme réalisé avec l’automate Vet abc
A – Description de l’automate utilisé : le Vet abc
B – Paramètres donnés par le Vet abc
1- Paramètres chiffrés « classiques » de l’hémogramme
2- Paramètres chiffrés « nouveaux » de l’hémogramme
. Indice de distribution des hématies IDR
. Volume plaquettaire moyen VMP
3- Les courbes de distribution des leucocytes, hématies et plaquettes
3- Les différentes alarmes affichées et leurs conséquences sur la validité des paramètres
IV – Méthode d’évaluation de l’influence du temps de conservation sur l’hémogramme du Vet abc
A – Evaluation de l’influence de la conservation sur les paramètres chiffrés
1-Evaluation statistique des variations des paramètres chiffrés
2-Evaluation qualitative des variations des paramètres chiffrés
B – Evaluation de l’influence de la conservation sur les courbes de distribution
DEUXIÈME PARTIE : Présentation et interprétation des résultats de l’étude de conservation
Premier volet : Evaluation de l’influence du temps de conservation sur les paramètres chiffrés de l’hémogramme, donnés par le Vet abc chez le chien et le chat
I – Evolution des paramètres chiffrés de l’hémogramme chez le chat
A- Numération leucocytaire
B- Numération des hématies
C- Hémoglobinémie
D- VGM
E- Hématocrite
F- IDR
G- TCMH
H- CCMH
I- Numération plaquettaire
J- VMP
II – Evolution des paramètres chiffrés de l’hémogramme chez le chien
A- Numération leucocytaire
B- Numération des hématies
C- Hémoglobinémie
D- VGM
E- Hématocrite
F- IDR
G- TCMH
H- CCMH
I- Numération plaquettaire
J- VMP
Deuxième volet : Influence de la conservation du sang sur la morphologie des courbes de distribution données par le Vet abc
I – Comparaison de la morphologie des courbes de distribution entre T0h et T24h chez le chien
A – Modification de la courbe de distribution des hématies
B – Modification de la courbe de distribution des plaquettes
C – Modifications de la courbe de distribution des leucocytes
II – Comparaison de la morphologie des courbes de distribution chez le chat au cours du temps de conservation
A – Modification de la courbe de distribution des hématies
B – Modification de la courbe de distribution des plaquettes
C – Modifications de la courbe de distribution des leucocytes
TROISIÈME PARTIE : Synthèse et discussion des résultats
I – Discussion du protocole utilisé pour l’étude de conservation
– Critères de choix des animaux
– Qualité des prélèvements utilisés
– Discussion du protocole
II – Synthèse et discussion de l’effet de la conservation du sang sur l’hémogramme du chien et du chat
– Influence de la conservation sur l’hémogramme du chien
– Influence de la conservation sur l’hémogramme du chat
– Influence de la conservation sur les courbes de distribution cellulaire
Conclusion
Annexes
Bibliographie
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