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Utilisation pharmaceutique
Les aborigènes australiens utilisaient la plupart des parties de l’Acacia comme les feuilles, les gousses et l’écorce principalement à des fins médicinales (worldwidewattle). La gomme de certaines espèces d’Acacia, à l’exception de son pouvoir rotatoire, répond à toutes les exigences pharmacopées et elle est utilisée comme médicament dans les cas de diarrhée, de dysenterie et de diabète dans les pays semi-aride d’Afrique (UNESO, 1960). Depuis plusieurs années, beaucoup d’espèces d’Acacia sont utilisées déjà dans des laboratoires pharmaceutiques du monde entier. L’Eucalyptus par exemple est utilisé pour combattre le rhume et la toux, la fièvre et les infections (www.australia-australie.com, 08/12/2017).
Utilisation alimentaire
En dehors de l’utilisation pharmaceutique, les espèces d’Acacia en tant que source de nourriture humaine a fait l’objet d’un intérêt et d’une recherche croissants au cours des dernières années. Toutefois, plus de 30 espèces d’Acacias australiens produisent des graines et des fleurs comestibles (Brand, and Maggiore, 1992).
En Australie, les Acacias sont surtout connus pour avoir été utilisés comme une source de nourriture par les peuples autochtones. Toutefois, ces plantes sont prometteuses en tant que nouvelle source d’aliment humain dans les régions semi-arides du Sahel et d’Afrique de l’Ouest (Thomson, 1992 ; Harwood, 1994). Les graines d’A. Colei et d’A. Elachantha sont utilisées comme source de nourriture humaine dans certaines parties de l’Afrique subsaharienne, en particulier en période de famine. Elles ont été utilisées comme nourriture dans la région aride du Niger pendant plus de quinze ans sans aucun problème de santé signalé (Adewusi et al, 2003). Des études menées par Tigray Agricultural Research Institute (TARI) ont montré que l’Acacia saligna a fait ses preuves dans les hautes terres du Tigrey (Nord de l’Ethiopie) ou plusieurs millions d’arbres matures, représentent une vaste ressource alimentaire potentielle (Shumuye, 2011). En Amérique du Nord et en Europe, les ingrédients des espèces d’Acacia sont utilisés dans les boissons gazeuses, les gommes à mâcher, les bonbons et les menthes. I.1.3 Autres utilisations
Les Acacias sont reconnus pour leur potentiel élevé de production de la biomasse et leur bois est généralement considéré comme un bon combustible avec une haute valeur calorifique. En effet, certaines espèces d’Acacia fournissent un charbon de bois de très bonne qualité. Plusieurs espèces d’Acacia sont très riches en tanins, dont A.catechu, A.nilotica (30-32% dans les gousses et 20% dans les écorces), A.mearnsii (30 à 54 % dans les écorces), A.polyacantha, A. saligna (jusqu’à 30.3% dans les écorces) et A.tortilis. Ainsi, une teinture d’un brun rougeâtre produite à partir du bois d’A.catechu est utilisée pour le tannage des peaux et également, dans le passé, pour l’imperméabilisation des voiles. (Ghouila H, 2012).
Les Acacias australiens ont également été introduits dans de nombreux pays afin de revégétaliser des milieux dégradés caractérisés en particulier par des carences importantes en azote (N) et en phosphore (P). De plus, plusieurs espèces d’Acacia présentent la capacité de cumuler ces deux types de symbiose avec la symbiose ectomycorhizienne. À titre d’exemple, les Acacias ont été introduits en Afrique du Sud (1840) et en Afrique du Nord (1870) afin de limiter les processus d’érosion éolienne et hydrique (Poynton, 2009 ; Carruthers, 2011).
Au moins 23 espèces d’Acacia d’origine australienne se comportent comme des plantes invasives à travers le globe, réduisant ainsi la biodiversité et les fonctions des écosystèmes dans lesquels elles ont été introduites.
Composition nutritionnelle des Acacias Autaraliens
La valeur nutritive globale de certaines graines d’acacias australiennes en zone sèche telles que A. elachantha (Kalkardi), A. thomsonii (Thomson Wattle), A. tumida (Pindan Wattle) et en particulier A. colei (Cole’s Wattle) est généralement élevée, reflétant leur teneur en protéines, en lipides et en glucides. Ce qui leur donne un potentiel important pour améliorer la sécurité alimentaire dans les régions sujettes à la sécheresse et à la famine périodique ou chronique (Yates, P, 2014), comme la zone semi-aride d’Afrique (Adewusi. et al, 2003; Harwood, 1999) et les régions sèches du sud de l’Inde, qui ont des climats similaires à ceux des régions subtropicales, arides et semi-arides d’Australie (Thomson et al, 1996).
Cependant, des études, menées pour la détermination des acides aminés dans les Acacias, ont montré la présence d’un composé anti nutritionnel, l’acide djenkolique, dans certaines espèces (Featherby and Yates, 2014) comme l’Acacia colei (Baughton et al, 2012) et l’A.saligna.
L’Acide Djenkolique
L’acide djenkolique c’est un composé qui a été identifié pour la première fois dans les urines des indigènes de Java (dans le sud-est de l’Asie) atteints d’une maladie rénale chronique après avoir mangé du haricot djenkol. Ce fut plus tard que le composé a été isolé du haricot djenkol lui-même. (V.Vincent et al, 1936). I.3.1 Structure chimique L’analyse des urines des patients indigènes a montré que ce composé, s’agissait d’un acide aminé soufré non protéique présent de façon naturelle dans les graines du haricot djenkol. Sa structure chimique est celle de deux résidus de cystéine reliés par un pont méthylène entre les deux atomes de soufre terminaux. Des études, d’extraction de l’acide djenkolique du haricot djenkol, menées par Areekul et al (1976) ont montré que les graines du haricot Djenkol contenaient 0,3-1,3 g% d’acide djenkolique en forme de cristaux pointus, et environ 93% de cet acide se trouvaient à l’état libre.
RAPPELS SUR L’EVALUATION DES RISQUES TOXIQUES
L’évaluation de la toxicité s’appuie sur des études qualitatives ou quantitatives adéquates. Il existe plusieurs types d’études qui nous permettent d’évaluer les effets d’un toxique. On peut les classer dans quatre catégories (Lapointe, 2004) :
– Les études épidémiologiques, qui comparent plusieurs groupes d’individus ou les études de cas ;
– Les études expérimentales in vivo, qui utilisent des animaux ;
– Les études in vitro, effectuées sur des cultures de tissus ou des cellules et ;
– Les études théoriques par modélisation.
Toxicité aigüe La toxicité aiguë d’une substance chimique est l’ensemble des effets sur l’organisme provoqués par une exposition de courte durée à une dose (concentration) forte, généralement unique. En effet, dans les études expérimentales chez l’animal, la toxicité aiguë se détermine par la DL50 (par voie orale – voie cutanée). La DL50 est un terme qui a été introduit et développé par Trevan en 1927. Elle est définit comme la dose létale médiane qui est la dose unique déduite statistiquement, censée provoquer la mort de 50 % des animaux auxquels la substance a été administrée (Figure 1) (Oliver, 1986). Elle est souvent employée dans la littérature classique comme une mesure de la toxicité aiguë des produits chimiques. La valeur de la DL50 est exprimée en masse de la substance étudiée rapportée à l’unité de masse corporelle des animaux soumis à l’expérimentation (mg.kg-1).
Toxicité subchronique :
Alors que la toxicité aiguë concerne les effets nocifs dus à des doses uniques, une forme plus commune de l’exposition humaine à de nombreux produits chimiques se fait par la répétition de doses qui ne produisent pas d’effets toxiques immédiats. La toxicité subchronique correspond aux effets d’une administration réitérée à long terme, durant une période de 1 à 3 mois, et à faibles doses. Ces doses sont insuffisantes pour provoquer un effet immédiat, mais la répétition de leur absorption sur une longue période de temps à des effets délétères. La substance à tester est administrée quotidiennement à différents niveaux de dose à plusieurs groupes d’animaux, à raison d’un niveau de dose par groupe. De manière générale, au moins trois groupes d’essai et un groupe témoin doivent être utilisés. La dose la plus élevée doit provoquer des effets toxiques, sans être létale ou causer de sévères souffrances. Une séquence de doses décroissantes doit ensuite être sélectionnée en vue de mettre en évidence tout effet lié à la dose ainsi qu’une concentration sans effet nocif observé à la dose la plus faible (OCDE, 2008a). Dans ce présent travail nous avons réalisé des études expérimentales in vivo, avec utilisation de rats, pour des tests de toxicité aiguë et subchronique de deux espèces d’acacia australien (A. saligna et A.colei).
Protocole expérimental
Les rats sélectionnés pour les tests ont été maintenus dans des conditions favorables d’élevage à une température de 25°C. Ils ont été nourris par leur régime standard provenant des Etas unis d’Amérique et ils recevaient de l’eau minérale naturelle à volonté. Les aliments ont été supplémentés par des graines crues ou grillées d’A.saligna ou d’A.colei, à 90% ,70% (pour l’étude de la toxicité aiguë), et 50%, 35%, 20% (pour l’étude de la toxicité subchronique).La préparation des aliments d’essai a été faite par l’ITA (Institut de Technologie Alimentaire).
Les animaux étaient constitués de mâles et de femelles nullipares et non gravides et avaient des poids moyens respectifs de 348 g et 241 g. Ils ont été gardés dans des cages tapissés de copeaux de bois renouvelés tous les trois jours. Aucun de ces animaux n’avait été sujet à des expériences antérieures.
Pour chaque traitement on a utilisé 6 rats dont 3 mâles et 3 femelles qui vont constituer un lot.
Test de Toxicité aiguë
La détermination de la DL50 a été menée chez les rats par la méthode de «l’ajustement des doses » du protocole 425 de l’OCDE (OCDE, 2006) modifiée.
Pour évaluer la toxicité aiguë de l’Acacia saligna, une étude a été menée avec deux tests, test 1 avec70% d’A.saligna et test 2 avec 90% A.saligna. Pour chaque test, nous avons travaillé sur 18 rats âgés de 12 semaines environ avec un poids moyen de 250g, répartis au hasard dans différentes cages (figure 3), et ils ont été acclimatés pendant environ une semaine. Après acclimatation, 3 lots de 6 rats (3 mâles et 3 femelles, séparés) ont été constitués pour chaque test.
Avant le début des traitements, les animaux ont été mis à jeun pendant environ 12 heures.
Les rats ont été aussi pesés la veille du jour de traitement, correspondant à J0.
Pour les traitements, le produit testé est constitué d’aliment normal des rats supplémenté soit par 70% de graines d’Acacia saligna crues, soit par 70% de graines d’Acacia saligna grillées pour le test 1, et en ce qui concerne le test 2, 90% d’Acacia saligna cru ou 90% d’Acacia saligna grillé a été rajouté dans le régime normal des rats. Ainsi, dans les 2 tests, le lot 1 représentait le lot témoin (régime non supplémenté ou T1), le lot 2, régime supplémenté de 70% ou 90% d’Acacia saligna cru (T2), et le lot 3, régime supplémenté de 70% ou 90% d’Acacia saligna à l’état grillé (T3).
Test 1 :
– Lot 1 Contrôle (régime normal) ou T1
– Lot 2 Acacia saligna cru 70% ou T2
– Lot 3 Acacia saligna grillé 70% ou T3
Test 2 :
– Lot 1 Contrôle (régime normal) ou T1
– Lot 2 Acacia saligna cru 90% ou T2
– Lot 3 Acacia saligna grillé 90% ou T3
Les animaux ont été nourris à ces produits supplémentés pendant une semaine (7 jours), avant d’être retirés et remplacés par le régime normal pendant une semaine encore (7 jours).
Durant toute l’étude (14 jours), tous les animaux ont été soumis à des observations particulières 24 heures après le début des traitements, ensuite des observations quotidiennes ont été effectuées pour constater éventuellement les animaux morts et les signes cliniques. Chaque fin de semaine, correspondant à J7 et J14, des pesés d’animaux s’effectuaient. Pour chaque test, l’évolution des masses corporelles des lots a été déterminée puis comparée au lot témoin, durant les 14 jours de l’étude.
Test de Toxicité subchronique
La toxicité subchronique des espèces d’Acacia australien (A.saligna et A.colei) a été déterminée selon la ligne directrice 407 de l’OCDE (OCDE, 2008).
Pour ce test, 42 rats (21 mâles et 21 femelles, de poids corporels moyens : 348g pour les mâles, et 241g pour les femelles), ont été utilisés. Chaque rat a été identifié par une marque sur la queue. Les animaux ont été répartis au hasard dans 7 lots de 6 rats dont 3 mâles et 3 femelles, séparés comme décris précédemment. Les rats du premier lot (lot1) constituaient le lot témoin et recevaient, durant toute l’étude, de la nourriture normale non traité. Les lots 2, 3 et 4 ont reçu respectivement de la nourriture supplémentée de graines d’Acacia colei grillées de 20%, 35%et 50%, et les lots 5, 6 et 7, recevaient respectivement du régime supplémenté de graines d’acacia saligna grillées à 20%, 35% et 50%, pendant 90 jours.
– Lot 1 Contrôle (régime normal)
– Lot 2 Acacia colei grillé 20%
– Lot 3 Acacia colei grillé 35%
– Lot 4 Acacia colei grillé 50%
– Lot 5 Acacia saligna grillé 20%
– Lot 6 Acacia saligna grillé 35%
– Lot 7 Acacia saligna grillé 50%
Les animaux étaient observés individuellement au moins une fois par jour avec une attention particulière pendant les 90 jours. Les observations portaient sur les changements affectant la peau, la fourrure, la respiration, la démarche, et de comportements bizarres.
Le poids individuel de chaque animal a été déterminé 24h avant les traitements, puis tous les 7 jours, et enfin à la veille de la fin du test.
Chaque semaine, tous les rats ont été isolés dans des cages à métabolisme (figure 4) où ils séjournaient pendant 24 heures et leurs urines ont été collectées dans des flacons en vue de dosages biochimiques (protéinurie et glycosurie) à l’aide de bandelettes réactives multiparamétriques (figure 5). L’évolution pondérale des rats de chaque test a été déterminée puis comparée aux témoins.
Etude des paramètres hématologiques et biochimiques sériques
Tests biochimiques
Les analyses biochimiques ont été faites au niveau du Laboratoire de Toxicologie (LTH) et d’Hydrologie de l’Université Cheikh Anta Diop de Dakar (UCAD)
Les tubes secs et fluorés ont été centrifugés à 3000 tours /minute pendant 5 minute, ensuite le surnageant (plasma) a été placé dans des tubes nunc afin de quantifier les paramètres biochimiques suivants : glycémie, urée, créatinine, ASAT, ALAT et PAL.
La quantification de ces paramètres biochimique a été faite à l’aide d’un photomètre pour microplaques Multiskan™ FC (Figure 6).
Figure 6: appareil pour les tests biochimiques, microplaques Multiskan™ FC (photo personnelle) Cet appareil est capable de lire des plaques de 96 puits pour un grand nombre de tests. La gamme comprend un modèle équipé d’un incubateur assurant un contrôle de la température jusqu’à 50 °C et capable de lire les plaques à 96 puits et la lecture ne prend que 6 secondes. Grâce à sa plage de longueurs d’ondes de 340 à 850 nm, le Multiskan™ FC est parfaitement adapté à des applications de la cinétique enzymatique.
Dosage de la glycémie : Principe Le dosage du glucose dans le sang repose sur une méthode enzymatique colorimétrique mettant en jeu la réaction de Trinder (Trinder, 1969). Le glucose est oxydé en D-gluconate par le glucose oxydase (GOD) avec la formation de peroxyde d’hydrogène. En présence de la peroxydase (POD), un mélange de phénol et de 4-aminoantipyrine (4-AA) est oxydé par le peroxyde d’hydrogène, pour former une coloration rouge de quinoneimine proportionnelle à la concentration de glucose dans l’échantillon. GOD ß-D-Glucose + H2O + O2 D-Gluconate + H2O2 H2O2, POD 4-AA + Phénol Quinoneimine + H2O
Détermination des teneurs en urée :
Principe
L’uréase catalyse l’hémolyse de l’urée, présente dans l’échantillon, en ammoniac (NH3) et en anhydride carbonique (CO2). L’ammoniac formé est incorporé à l’α-cétoglutarate par l’action du glutamate déshydrogénase (GLDH) avec oxydation parallèle de la NADH à la NAD+ : Uréase Urée + H2O + 2H+ 2NH3 + CO2 GLDH 2 NH3 + α-Cétoglutarate + NADH H2O + NAD+ + L-Glutamate
La diminution de la concentration de NAD + dans la méthode est proportionnelle à la concentration d’urée dans l’échantillon testé (Kaplan et al, 1984).
Détermination des teneurs en créatinine :
Principe
La créatinine dans l‘échantillon est dosée en routine par la réaction de Jaffé (Kaplan et al, 1984, Young, 1995), une méthode cinétique colorimétrique. La créatinine réagit avec le picrate de sodium en milieu alcalin pour donner un complexe coloré quantifiable par spectrophotométrie à 570nm.
Activité des transaminases : ASAT et ALAT :
Les dosages pour la détermination de l’activité des transaminases sont basés sur la mesure cinétique dans un système réactionnel dont la finalité est l’oxydation du coenzyme NADH, H+.
– Dosage de l’Aspartate Aminotransférase (ASAT ou TGO)
Principe
Le dosage repose sur le transfert enzymatique médié par l’ASAT d’un groupement amine de la L-aspartate à l’acétoglutarate pour obtenir le L-glutamate et l’oxaloacétate Le dosage se fait selon les réactions suivantes :(Kaplan et al, 1984) TGO L-aspartate + acétoglutarate oxaloacetate + L-glutamate MDH
Oxaloacétate+ NADH + H+ Malate + NAD+
– Dosage de l’Alanine Aminotransférase (ALAT ou TGP)
Principe
Le principe de ce test repose sur le transfert enzymatique médié par L’ALAT d’un groupement amine de la L-alanine à l’acétoglutarate pour obtenir le L-glutamate et le pyruvate selon les réactions suivantes :(Kaplan et al, 1984)
Effet sur la teneur urinaire en protéines et glucose
L’analyse des urines des rats effectuée chaque semaine, au cours des bilans nutritionnels (90 jours), pour la recherche du glucose et des protéines exprimés en g/l, n’a montré aucune présence de ces éléments dans ce milieu biologique.
Effet sur les paramètres hématologiques
L’effet des graines de colei ou de saligna (supplémentées à 20%, 35% ou 50% au régime standard des animaux), sur quelques paramètres hématologiques est présenté dans les tableaux VII et VIII. Les résultats obtenus chez l’ensemble des rats testés ont montré des différences significatives sur certains paramètres hématologiques comparés à leurs témoins. Les variations sont observées, chez les mâles, au niveau de l’hémoglobine (15,10 ± 1,05) au lot 2 et (14,00 ± 0,56) au lot 6 et (14,00 ± 0,56) au lot 7 contre (16,93 ± 0,45) pour le lot témoin. Aussi de la teneur globulaire moyenne en hémoglobine (17,57 ± 0,32) au lot 4 contre (19,63 ± 0,87) pour le lot témoin, du nombre de globules rouges (7,47 ± 0,44) et de l’hématocrite (43,20 ± 1,54), au niveau du lot 7 contre (8,64 ± 0,17) et (51,43 ± 3,95) pour leurs témoins respectifs. Par contre chez les femelles, les variations sont observées au niveau du nombre de globules blancs (6,51 ± 1,94) et (6,51 ± 1,94) respectivement aux lots 3 et 4 contre (3,01 ± 1,00) pour leur témoin, et au niveau du volume globulaire moyen (527,00 ± 63,64), (62,90 ± 1,55) et (63,63 ± 1,72) aux lots 5, 6 et 7 contre leur témoin (57,00 ± 0,96).
DISCUSSION
L’objectif de ce travail était d’étudier la toxicité, chez les rats albinos de type Wister mâles et femelles, de deux espèces d’Acacia australien, Acacia colei et Acacia saligna, sur une période de 14 jours pour la toxicité aigüe et sur une période de 90 jours pour la toxicité subchronique.
En effet les graines de ces deux espèces sont considérées comme sources importantes pour améliorer la sécurité alimentaire dans les régions semi-aride d’Afrique. Toutefois l’acide djenkolique, substance néphrotique et anti-nutritive (0,49% chez l’A.colei et 1,9% chez l’A.saligna), semble limiter la consommation de ces graines, d’où la nécessité de les traiter, par cuisson ou par grillage, pour minimiser le taux de ce toxique. (Boughton et al, 2012)
Les doses, 70% et 90% des graines d’A.saligna à l’état cru et grillé supplémentées au régime standard des rats, utilisés pour la toxicité aiguë (par le biais de la DL50) n’ont entrainé aucune mortalité et aucun effet cliniquement observable. Aucun autre changement n’a été observé sur tout le reste de la durée d’observation, ni aucune diminution de la prise de poids.
Ces résultats suggèrent donc que les graines d’A.saligna, supplémentées au régime normal, à la dose limite testée, ne présentent pratiquement pas de risques pour la santé en administration per os à de fortes doses ou tout au moins en cas de surconsommation de ces graines. Ces résultats sont semblables à ceux de Yates et al (2014), qui ont montré que les régimes supplémentés avec des graines d’Acacia saligna grillées, à 10%, 30%, 50%, 70% et 60%, ne présentent aucune toxicité.
Pour identifier les risques pour la santé humaine d’une exposition répétée à la nourriture supplémentée par des graines grillées d’Acacia colei et d’Acacia saligna, un test de toxicité subchronique a été réalisé chez le rat. Lors de l’exposition répétée des aliments traités aux animaux, aux doses 20%, 35%, et 50% pendant 90 jours, tous les 42 animaux (témoins et tests), initialement sélectionnés pour l’étude de la toxicité subchronique des graines de colei et de saligna, ont survécu et n’ont montré aucun signe clinique durant toute la période d’observation.
Les résultats obtenus pour cette étude n’ont montré aucune influence sur l’évolution du poids corporel des animaux, donc une croissance pondérale normale avec un gain moyen quotidien normal durant toutes les semaines d’observation. Nos résultats sont à peu près en accord avec d’autres travaux antérieurs de Yetes et al. (2014) après l’évaluation de la toxicité de l’acide djenkolique dans les graines de colei et de saligna complémentées, à 30% et à 60%, au régime normale des rats.
Les paramètres biochimiques sont aussi analysés chez les rats afin de déterminer l’effet de ces graines sur le métabolisme au cours de l’alimentation. L’urée, la créatinine, le glucose (urinaire) et les protéines constituent d’excellents marqueurs de la fonction rénale, leur augmentation, leur diminution ou même leur présence (cas du glucose dans les urines) reflète un dysfonctionnement rénal. Les transaminases (ASAT et ALAT) et la phosphatase alcaline (PAL), déterminées dans le sérum ou le plasma, sont aussi des indicateurs sensibles des dommages hépatocellulaire (Chapatwala et al, 1982). Elles sont des enzymes ayant une activité métabolique importante à l’intérieur des cellules. Leur augmentation sérique reflète une lésion cellulaire, en particulier au niveau hépatique (Kew, 2000).
Nos résultats ont montré que l’enrichissement du régime standard des animaux par des graines d’Acacia colei ou d’Acacia saligna, à 20%, 35% ou 50%, n’a pas provoqué de différence significative des paramètres biochimiques sériques (créatinine, ASAT, PAL) et urinaires (glucose, protéines) dosés chez les rats de test comparativement au lot témoin. Les valeurs obtenues pour l’urée ont révélé que les doses 20% et 35% d’Acacia saligna induiraient une diminution significative de ce paramètre chez les mâles comparés au lot témoin. Chez les femelles, les doses 50% d’Acacia colei et 35% d’Acacia saligna ont induit une diminution significative de l’urée par rapport au témoin. Par ailleurs, le métabolisme glucidique a révélé, pour la glycémie, une augmentation significative (p < 0,05) chez les femelles pour les doses de 20% et de 50% de saligna.
Le système hématopoïétique est parmi les cibles les plus sensibles des toxiques, ce qui fait des affections de ce système un bon indice de toxicité d’une substance, comme l’est la diminution du poids corporel (Adeneye et al, 2006). Selon les résultats d’analyse de l’hémogramme, les graines d’Acacia complémentées à l’aliment de base des rats n’ont pas entrainé de modification significative particulière des paramètres hématologiques évalués chez tous les animaux testés comparativement à leurs témoins. Toutefois, chez les mâles, une augmentation significative de l’hématocrite et de l’hémoglobine aux doses de 35% et 50% d’Acacia saligna, a pu être constatée.
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Table des matières
PREMIERE PARTIE : REVUE BIBLIOGRAPHIQE
I. LES ACACIA AUSTRALIENS
I.1 Utilisation
I.1.1 Utilisation pharmaceutique
I.1.2 Utilisation alimentaire
I.1.3 Autres utilisations
I.2 Composition nutritionnelle des Acacia Australiens
I.3 Acide djenkolique
I.3.1 Composition chimique
I.3.2 Toxicité
II. RAPPEL SUR L’EVALUATION DU RISQUE TOXIQUE
II.1 Toxicité aigüe
II.2 Toxicité subchronique
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
I. CADRE D’ETUDE
II. MATERIELS
II.1 Matériel végétal
II.2 Matériel animal
III. METHODES
III.1 Protocole expérimental
III.1.1 Toxicité aigüe
III.1.2 Toxicité subchronique
III.2 Etude des paramètres hématologiques et biochimiques sériques dosés
III.2.1 Les tests biochimiques
III.2.2 Les tests hématologiques
III.3 Analyses statistiques
RESULTATS ET DISCUSSION
IV. RESULTATS
IV.1 Toxicité aigüe
IV.2 Toxicité subchronique
IV.2.1 Effet sur l’évolution des masses corporelles
IV.2.2 Effet sur l’évolution des paramètres biochimiques sériques
IV.2.3 Effet sur la teneur urinaire en protéines et glucose
IV.2.4 Effet sur les paramètres hématologiques
V. DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
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