Soutenance mémoire
L’espace marin souffre d’un grand malaise écologique, et le peuplement des côtes fait que la pollution augmente d’une façon vertigineuse et dangereuse, par les déversements de toutes sortes de polluants détruisant notre faune et notre flaure. Sans oublier les pesticides et les déchets ménagers qui y sont déversés quotidiennement (Arzul & al., 2004) causant des dégât dans la chaine alimentaire et donc à la santé humaine (Mc Cauley & al., 2000 ; Long, 2000). En plus dans notre société qui devient très technologique le littoral se trouve exposé continuellement à des substances et des micropolluants directement rejetés dans les mers et les océans , sans oublier aussi les rejets dans l’air qui sont ensuite répandus dans les sols et drainés par les rivières et les fleuves (Damiens & al., 2004 : Valavanidis & al., 2006).
On compte plusieurs milliers de produits chimiques commercialisés sous plusieurs formes différentes et qui sont utilisés dans l’industrie et par l’homme et qui deviennent des polluants potentiels de l’écosystème global (Stageman & Hahn, 1994; Scott & Sloman, 2004). La présence de ces pesticides dans l’eau, (comme les hydrocarbures, métaux lourds, et certaines substances chimiques) et dans les sols agricoles (comme les pesticides et insecticides) polluent le bassin méditerranéen où vivent de grandes populations (Sarkar & al., 2006 in Sifi & al., 2007). Tous ces problèmes ont fini par attirer l’attention des consommateurs et des pouvoirs publics (Pilette & Pease, 1993). De ce fait la législation concernant ces pesticides est devenue de plus en plus exigeante au fil des ans, nécessitant la réalisation de tests toujours plus sensibles. Des méthodes conventionnelles , telles que la chromatographie liquide à haute performance ou la chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse ont permis déjà , dans certains cas, la détermination des concentrations au niveau requis par la législation. Toutefois, leurs limites ont poussé à la mise au point de test rapides permettant de réaliser un nombre important d’analyses sur le terrain et en laboratoire. A l’heure actuelle ce sont les tests immuno enzymatiques qui sont développés dans certains laboratoires (Ramade, 1992 & Ishaaya, 1998). La préoccupation des scientifiques sur la pollution des milieux aquatiques a donné la priorité à une discipline nouvelle qui est l’ecotoxicologie. Elle se développe au fur et à mesure qu’augmentent les rejets polluants et les accidents qui en résultent (Valavanidis & al., 2006 et Vander Oost & al., 2003). Les analyses écotoxicologiques faites sur les pesticides utilisés nous renseignent sur leur impact sur la santé de l’homme qui n’est pas prise en considération par des autorités compétentes. Ramade, 1992 a montré que si les pesticides ne sont pas dégradés rapidement après leurs applications, ils peuvent contaminer les différents biotopes et donc atteindre l’homme. les effets secondaires des pesticides conventionnels ont encouragé le développement de molécules plus sélectives qui agissent sur plusieurs processus métaboliques et à faibles doses (Dhadialla & al., 2005, 2010) : les régulateurs de la croissance des insectes. Ils ont été découverts dans les années 70 (Staal, 1982).
Parmi ces molécules nous avons testé dans notre étude le diflubenzuron le premier représentant de la classe de benzoylphenyl urée (BPU). C’est un inhibiteur de la synthèse de la chitine (Soltani et al., 1993, Merzendorfer, 2013). Cette molécule agit sur la sécrétion de la cuticule et pérturbe la synthèse de la chitine (Ishaaya & Casida, 1974, Ishaaya, 1990, Chebira et al., 1996 et Soltani et al., 1999). Il a été commercialisé à partir de 1970 (Retnakaran & al., 1985), il a fait l’objet de plusieurs recherches et des revues lui ont été consacrées (Grosscurt & al., 1987 ; Retnakaran & Wright, 1987). Il représente une nouvelle classe d’insecticides de synthèse. L’impact de ces composés toxiques ont été largement étudiés dans notre laboratoire sur plusieurs organismes visés, spécialement sur les insectes à intérêt agronomique, tels que Tenebrio molitor et Ephestia kuhniella (Soltani & al., 2002 ; Taibi & al., 2003 ; Amrani & al., 2004 Soltani – Mazouni & al., 2004 ; Aribi & al., 2006 ; Chebira & al., 2006 ; Berghiche & al., 2008 ; Khebbeb & al., 2008) à intérêt médical, chez la blatte germanique Blattella germanica (Habes & al., 2006 ; Kilani – Marakchi & al., 2006) , les moustiques du genre Culex (Rehimi & Soltani 1999 ; Boudjelida & al., 2008 ; Tine – Djebbar & Soltani, 2008) , les abeilles tels que Apis mellifera (Achou & Soltani , 1997 ; Barour & al., 2005 ; Loucif – Ayad & al., 2008 ) et les chenilles de lymantia dispar (Ouakid & al., 2005) ; ainsi que sur des espèces non visées telles que le myriapode Eupolybothrus nudicornis (Daas & al., 1996 ; Dass & al., 2007), le poisson Gambousia affins, (Drardja- Beldi & Soltani , 2003 ; Soltani & al., 2008), la crevette Penaeus kerathurus (Soltani & Bezzazel , 2002 ; Morsli & Soltani , 2003) et l’haricot de mer Donax trunculus (Soltani & al., 2005 ; Beldi et al., 2006 ).
MATERIEL ET METHODES
PRESENTATION DE LA CREVETTE
L’espèce étudiée est un crustacé Décapode, Peneïdé appelé communément Penaeus kerathurus (Forskal, 1775). Toutefois, elle a fait l’objet de plusieurs appellations comme par exemple matsagoune, caramote mazzancolla, tout dépend de la région correspondante. Elle se distingue des autres crevettes par une carapace lisse, un rostre denté de 8 à 13 dents sur le bord ventral, un abdomen assez long et segmenté, il se détermine par un telson, armé de trois paires d’épines mobiles (Fig. 1). Sa couleur varie selon le sexe, elle est d’un gris rose avec une alternation des barres transversales. Pour ce qui est de la taille, la longueur maximale est de 18 cm pour les males et 22,5cm pour les femelles.
La classification de l’espèce P. kerathurus a été faite selon Kaestner, 1970. Sa position systématique est la suivante :
Embranchement Arthropoda
Sous-embranchement Antenna, Mandibulata
Classe Crustacea
Ordre Decapoda
Sous-ordre Penaeïdea
Famille Penaeïdea
Genre Penaeus
Espèce kerathurus (Forskal, 1775)
PRESENTATION DU SITE D’ECHANTILLONNAGE ET COLLECTE
Ce crustacé se trouve dans la méditerranée en grand nombre (Lagardere, 1971). La distribution de cette espèce est très large dans le monde. C’est ce qui nous a permis de la découvrir dans toute la méditerrané (Holthuis 1980, 1987). Elle a été retrouvée sur le littoral marocain par (Zariquiey Alvarnez ,1952) et par ( Munoz-Sevilla, 1982). Elle a été observée aussi en Tunisie par (Azzouz, 1981), ainsi qu’en Adriatique par (Karlovac,1959) et enfin en Israël par( Holthuis & Gottieb ,1958). P. kerathurus est présente également dans l’Atlantique et des iles britanniques jusqu’à l’Angola (Fig. 2).
Cette espèce est très répandue dans l’Est du pays et surtout dans le golfe d’Annaba (Derbal, 1991). Son échantillonnage se fait au voisinage des Oued mafragh et Seybouse où cette espèce se refugie particulièrement en hiver. Les crevettes, une fois adultes deviennent de bons fouisseurs la journée et s’activent à la tombée du crépuscule ; C’est pour cela que la pèche est plus pratique, le soir. Elle se fait au chalut. En saison chaude, elles migrent vers les eaux peu profondes, car il y a moins de courants pour se reproduire (Lumare, 1978). Dans notre cas l’échantillonnage se fait entre la plage de Sidi Salem et El-Battah. Ces deux sites se trouvent dans le golfe d’Annaba, qui est limité à l’est par le Cap Rosa (8°15’ L.E et 36° 58’L.N) et à l’ouest par le Cap de garde (7°16’ L.E et 36° 58’L.N), et la distance séparant les deux caps est d’environ 40 km (Fig. 3).
Notre choix s’est porté sur le site de Sidi Salem qui est non loin d’Annaba, pour faciliter le transport de cette espèce. Il est caractérisé par l’embouchure de l’oued Mafragh qui est très riche en composés organiques et minéraux Attoum & al., 2001.
ANATOMIE DE LA CREVETTE
Les crustacés possèdent un exosquelette, formé d’une cuticule assez épaisse. Le corps est composé de segments portant chacun une paire d’appendices. Ces appendices se sont spécialisés dans plusieurs fonctions comme la respiration la reproduction, la locomotion et la nutrition. La tête est formée par le céphalothorax, qui donne suite à l’abdomen. La tête porte deux paires d’organes sensoriels ; les antennes et les mandibules. Les maxilles se trouvent derrière ces dernières. Elle porte aussi une paire d’yeux composés. Le céphalothorax porte des appendices qui servent à la locomotion et à la respiration (branchies) ; au niveau de la bouche, il y’a des pinces qui servent à mobiliser la proie. Les appendices se trouvant sur l’abdomen sont de plus petite taille et servent à la locomotion. Le corps et terminé par le telson qui sert parfois à la nage (Fig. 4).
TECHNIQUE D’ELEVAGE
De petites embarcations pèchent les espèces étudiées au large du golfe d’Annaba. Les individus sont placé immédiatement après la pèche dans des jerricans en plastique rempli d’eau de mer qui est le milieu d’élevage. Le fond de ces bidons a une épaisseur de quelques centimètres de sable fin. Un brassage est nécessaire jusqu’à l’arrivée de l’échantillonnage au laboratoire, ces crevettes sont transférées dans des aquariums équipés. La dimension de ces derniers est de 1m x 0, 65m, le fond est constitué d’une couche de sable assez épaisse pour qu’elles s’enfouissent. L’eclairage se fait à la lumière naturelle, la salinité est d’environ 37 ‰. L’eau est filtrée par des filtres EHEIE, 200702, munis de biofiltre ayant un débit de 180l/h. L’eau est oxygénée par des pompes à air (Rena 101). La température de l’eau est maintenue par des chauffe-eau automatique (Rena), elle est comprise entre 24 et 27°c selon les saisons. En captivité dans leur nouveau milieu, les crevettes ne s’alimentent pas pendant 2 à 3 jours. A partir du 3ème jour elles acceptent la nourriture de la chair de moules et d’haricots de mer, distribuée en fin de journée. Les aquariums doivent être nettoyés chaque matin, en enlevant la nourriture en excès et toute sorte de déchets. L’élevage des crevettes est suivi pendant toute la durée du cycle de mue (jusqu’à l’exuviation). La durée moyenne du cycle de mue est en moyenne de 26,5±45 jours (Derbal & Soltani, 2008), en milieu contrôlé (photopériode : 12h lunmière-12h obscurité, salinité de l’eau mer 37 %, température : 22-25° C).
DATATION DES CREVETTES
Les crevettes d’une façon générale et Penaeus kerathurus en particulier ont une carapace extérieure solide dont elles doivent se débarrasser pour croitre, ce phénomène est appelé : la mue. L’hormone responsable de cette mue est l’ecdysone, elle est secrétée par l’organe y. La mue a été définie chez les Décapodes par Drach, 1939 ; 1944, Drach & Tchernigovtzeff, 1967, Robertson & al., 1987 et enfin O’hallorren & O’dor, 1988. Ce phénomène se distingue par un gonflement du corps de l’animal afin de créer sa nouvelle carapace. Il se débarrasse de l’ancienne, pour laisser la nouvelle cuticule se mettre en place. Ainsi à chaque mue l’animal pourra régénérer toutes les parties qui ont disparues. Après la mue, la crevette reste fragile jusqu’à ce que sa cuticule commence à se développer et durcit. En fait la mise en place de la nouvelle cuticule a lieu bien avant l’exuviation et continue au-delà. Il a été possible de diviser le cycle de mue chez les Décapodes grâce à la méthode de Robertson & al., 1987. Cette datation est simple et rapide, elle consiste à prendre l’extrémité de l’uropode et observé au microscope entre lame et lamelle avec une goutte d’eau de mer. Elle permet de distinguer quatre stades essentiels : deux périodes en post-mue surnommées A et B, une intermue en C et une période D, qui est subdivisée en plusieurs stades, stade D0-D1- D2et D3. Le stade E correspond à l’exuviation proprement dite, l’animal rejette l’ancienne cuticule. Cette étape se produit la nuit .
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Table des matières
1. INTRODUCTION GENERALE
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Présentation de la crevette
2.2. Présentation du site d’échantillonnage et collecte
2.3. Anatomie de la crevette
2.4. Technique d’élevage
2.5. Datation des crevettes
2.6. Insecticide et traitement
2.7. Détermination de la composition biochimique de la cuticule
2.8. Technique de microscopie électronique à transmission
2.10. Extraction et analyse des résidus par CLHP
2.11. Analyse statistique des données
3. RESULTATS
3.1. Composition biochimique de la cuticule
3.1.1. Effet sur le taux de chitine cuticulaire
3.1.2. Effet sur le taux de protéines cuticulaires
3.1.3. Sur effet sur le taux des sels calciques
3.2. Epaisseur et structure fine de la cuticule
3.2.1. Etude du tégument en microscopie photonique
3.2.2. Etude de la structure fine de la cuticule
3.3. Composition biochimique de l’hémolymphe et de la chair
3.3.1. Effet du traitement sur les protéines hemolymphatiques
3.3.2 Effet du traitement sur les glucides et hémolymphatiques
3.3.3. Effet du traitement sur les lipides hémolymphatiques
3.3.4 Effet du traitement sur les proteines dans la chair
3.3.5 Effet du traitement sur les glucides dans la chair
3.3.6 Effet du traitement sur lipides dans la chair
3.4. Analyse des résidus du dimilin par H.P.L.C
3.4.1. Spectre d’absorption du standard
3.4.2. Linéarité de la réponse du détecteur U.V
3.4.3. Analyse des résidus dans l’eau de mer
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
6. RESUME
7.REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
8. PRODUCTIONS SCIENTIFIQUES
