Étude de l’activité de l’extrait AS17 sur la diarrhée chez les cochons

Depuis la nuit des temps, les maladies diarrhéiques constituent l’une des premières causes de mortalité et de morbidité infantile (GALLIEN C., 1854 ; KEUZETA J. et MERLIN M., 1988). A l’échelle mondiale, les maladies diarrhéiques constituent la cinquième cause de décès prématuré (OMS, 2014). Dans les pays en voie de développement, elle est considérée comme l’un des plus grands fléaux qui touchent les enfants (SNYDER J.D. et MERSON M.H., 1982). Après la pneumonie, elle constitue la deuxième cause de décès des enfants de moins de 5ans (FARTHING M., 2012). A Madagascar, la diarrhée constitue la troisième cause de consultation au niveau des centres de santé, et la première cause de mortalité avec un taux de 15,9% chez les enfants moins de 5 ans (ANNUAIRE STATISTIQUE., 2012). En 2004, les diarrhées d’origine infectieuse arrivent en troisième position parmi les maladies infectieuses, avec 2,5 millions de décès (THAPAR N. et coll., 2004).

La diarrhée est caractérisée par des émissions de selles liquides ou molles, dépassant 300 ml en 24 heures (LUDWIG T.H. et URSULFA F., 2003). Elle est due à un déséquilibre entre l’absorption et la sécrétion liquidienne au niveau de l’épithélium intestinal (CEZARD J.P. et coll., 2002). En effet, environ 9 litres d’eau par jour transitent dans l’intestin. Sept litres de ce liquide proviennent de l’alimentation, et 2 litres sont sécrétés au niveau de l’épithélium intestinal. A l’état normal, la majorité de ce fluide est réabsorbée au niveau de l’intestin grêle, et le colon en absorbe 1 à 2 litres et 200 ml seulement sont éliminés dans les selles (ENGRAND N., 2010). Cette réabsorption d’eau est secondaire à la réabsorption du sodium, elle-même secondaire à la réabsorption du glucose (DESJEUX J.F., 1985).

Selon sa durée, la diarrhée peut être classée en diarrhée aigüe et diarrhée chronique. La diarrhée aigüe est caractérisée par une modification brusque de la fréquence et de la consistance des selles, évoluant en moins de quatorze jours. Quant à la diarrhée chronique, elle est caractérisée par une émission de selles liquides pendant une période excédant trois semaines. Par ailleurs, selon son origine, la diarrhée peut être classée en diarrhée osmotique, diarrhée sécrétoire et diarrhée motrice (ROUX D., 1997). L’infection intestinale est la cause la plus fréquente de la diarrhée. Toutefois, elle peut être due à l’anxiété, aux stress, aux émotions intenses, à la surcharge hydrique, à l’irritation de la paroi intestinale, à l’effet secondaire des médicaments ou à l’intolérance alimentaire (BELAICHE J., 2000). L’infection intestinale peut être due à une bactérie, un virus ou à une mycose. Les bactéries se transmettent par voie interhumaine, essentiellement par voie orofécale ou ingestion d’eau et d’aliments contaminés (BENBERNOU L. et coll., 2000 ; ROUSSEAU J., 2006),comme le cas deShigellaet Salmonella qui sont des bactéries invasives. Ces dernières pénètrent dans la paroi intestinale et détruisent les microvillosités. Elles modifient ainsi le processus de transport trans épithélial et perturbent l’absorption hydroélectrolytique (BELAICHE J., 2000). Par ailleurs les agents entérotoxinogènes comme Rotavirus et Escherichia coli produisent des toxines qui endommagent les cellules épithéliales responsable à une hypersécrétion d’eau et d’électrolytes, ce qui entraine une accumulation d’eau dans la lumière intestinale à l’origine de la diarrhée sécrétoire (CATHERINE D., 1997 ; AUBRY, 2004). Il en est de même pour le vibriocholéra qui produit une toxine stimulant l’adénylcyclase, responsable de la production massive d’AMP cyclique, qui provoque la sécrétion de chlore, accompagnée d’une sécrétion d’eau et de sodium par l’entérocyte sans lésion de muqueuse, à l’origine de l’augmentation du volume du fluide intestinal (OLIVES J.P. et GHISOLFI J. 2000).

Quant aux parasites, ils pénètrent dans la paroi intestinale et détruisent les entérocytes, provoquant ainsi des ulcérations et des abcès au niveau de la muqueuse, qui sont à l’origine d’une diarrhée dysentérique caractérisée par des selles afécales, composées de glaires purulentes (DUPONT L. et coll., 1986).

PARTIE CHIMIQUE 

Préparation de l’extrait

L’écorce de la plante utilisée dans cette étude a été récoltée dans la région de Boeny au mois de Novembre 2016. Elle a été découpée en petits morceaux, puis séchée à l’ombre dans un endroit aéré, à la température ambiante pendant deux mois. Une fois séchée, elle a été broyée à l’aide d’un broyeur à marteau électrique BROOK CROMPTON© série 2000 au Laboratoire de Pharmacologie Générale, de Pharmacocinétique et de Cosmétologie (LPGPC), Faculté des Sciences d’Antananarivo.

Deux cent grammes de cette poudre ont été macérés dans un mélange éthanol-eau (60 : 40 ) à la température ambiante pendant quatre jours. Ensuite, le macérât a été filtré sur du coton hydrophile, et le filtrat a été évaporé à sec à l’aide d’un distillateur à la température de 80°C, puis dans un bain marie à 100 °C .

Criblage phytochimique

Un criblage phytochimique a été effectué pour déterminer les différentes familles chimiques présentes dans l’extrait AS17. Ce test est basé sur l’utilisation des réactifs spécifiques ; chaque réactif réagit avec une famille chimique bien déterminée. L’apparition d’un précipité ou d’un changement de coloration montre la présence de la famille chimique correspondante (FONG H.H.S. et coll., 1977) .

Les signes suivants ont été utilisés pour exprimer l’intensité des réactions :

+++ : Une réaction très intense qui indique la présence de la famille chimique en très forte teneur dans l’extrait.

++ : Une réaction intense qui indique la présence de la famille chimique en forte teneur dans l’extrait.

+ : une réaction moyenne qui indique la présence de la famille chimique en teneur moyenne dans l’extrait.

± : une réaction faible qui indique la présence de la famille chimique en très forte teneur dans l’extrait .

PARTIE PHARMACOLOGIQUE

L’activité de l’extrait AS17 a été étudiée chez le cochon d’inde. Des tests in vivo ont été effectués pour étudier son effet sur la sécrétion intestinale, tandis que son effet sur le transit intestinal a été étudié in vitro sur la contraction de l’iléon isolé du cochon d’inde provoquée par l’acétylcholine.

Animaux d’expérimentation

Des cochons d’inde tricolores des deux sexes, âgés de 3 à 4 mois, pesant entre 150 et 250 grammes ont été utilisés. Ils ont été élevés à l’animalerie du Laboratoire de Pharmacologie Générale, Pharmacocinétique et de Cosmétologie de la Faculté des sciences de l’Université d’Antananarivo, avec un cycle de lumière et d’obscurité de 12/12 heures et à la température de 25°C. Ils ont été nourris avec des feuilles graminées et ont eu un accès libre à de l’eau.

Etude de l’activité de l’extrait AS17 sur la sécrétion intestinale

L’effet de l’extrait AS17 sur la sécrétion intestinale a été étudié sur l’accumulation de fluide intestinal provoquée par le MgSO4 administré par voie orale (ROBERT A. et coll., 1976). L’extrait et le MgSO4 ont été dissouts dans de l’eau distillée. Les animaux ont été mis à jeun pendant 18 heures avant la manipulation, puis répartis en 3 lots. Le premier lot a servi de témoin, tandis que les deux autres lots ont été traités avec l’extrait AS17. Les animaux du lot témoin ont reçu 10 ml /kg d’eau distillée, et les deux autres lots ont respectivement reçu 300 et 600mg/kg d’extrait AS17par voie orale dans un volume de 10 ml/kg (MITHUM S. et coll., 2011). Quarante-cinq minutes après, 2g/kg de solution de MgSO4 ont été administrées par voie orale chez tous les cochons d’inde dans un volume de 10ml/kg (ROBERT A. et coll., 1976). Trente minutes après l’administration de la solution de MgSO4, les animaux ont été euthanasiés, puis une laparotomie a été pratiquée et 2 ligatures ont été placées au niveau de l’intestin : une au niveau du pylore et une autre au niveau de la jonction iléo-coecale. L’intestin entre ces deux ligaturesa été prélevé en totalité et son contenu a été versé dans une éprouvette graduée et le volume de ce contenu a été mesuré (GALVEZ J. et coll., 1993).

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Table des matières

I. INTRODUCTION
II. MATERIELS ET METHODES
A. PARTIE CHIMIQUE
1. Préparation de l’extrait
2. Criblage phytochimique
B. PARTIE PHARMACOLOGIQUE
1. Animaux d’expérimentation
2. Etude de l’activité de l’extrait AS17 sur la sécrétion intestinale
3. Etude de l’effet de l’extrait AS17 sur le transit intestinal
4. Etude de l’effet de l’extrait vis-à-vis de l’acétylcholine
C. EXPRESSION ET ANALYSES DES RESULTATS
III. RESULTATS
A. PARTIE CHIMIQUE
B. PARTIE PHARMACOLOGIE
1. Effet de l’extrait AS17 sur la sécrétion intestinale
2. Effet de l’extrait AS17 sur le transit intestinal
3. Effet de l’extrait AS17 vis-à-vis de l’acétylcholine
IV. DISCUSSION
V. CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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