Etude de la variabilité génétique de 11 souches d’agaricus bisporus

Ascomycota 

L’embranchement des Ascomycota compte plus de 30.000 espèces, allant des levures unicellulaires aux grandes morilles et truffes en passant par de nombreuses moisissures. Il contient 70 % des champignons décrits. Ce groupe renferme la plupart des champignons qui s’associent aux algues pour former les lichens et la majorité de ceux dont la reproduction sexuée n’est pas visible.
L’embranchement des Ascomycotaest caractérisé par des sporesappelées ascospores formées à l’intérieur d’asques. Cependant la reproduction des Ascomycota fait intervenir des mécanismes très variables en fonction des espèces. Elle peut être sexuée ou asexuée.
La multiplication asexuée (ou végétative) est prédominante chez les Ascomycota. Elle est responsable de l’expansion rapide de ces champignons. Elle est réalisée par des conidiospores ou conidies provenant du bourgeonnement de cellules plus ou moins spécialisées appelés cellules conidiogènes. Afin de faciliter la dispersion des conidies, les cellules coniodiogènes sont généralement groupées à l’extrémité de pédoncules ou conidiophores. Les conidies peuvent être dispersées par le vent, l’eau ou les animaux.
La reproduction sexuée des Ascomycètes fait intervenir une structure caractéristique, les asques, qui sont des sporocystes spécialisés. À l’intérieur de ces asques, les spores sexuées sont produites à la suite d’une méiose. Ces cellules haploïdes sont entourées par une paroi épaisse qui leur permet de résister aux conditions extérieures défavorables. Cependant lorsque les conditions externes redeviennent favorables, ces ascospores germent et donnent un gamétophyte. A l’issu de la fécondation le gamétophyte évolue en sporophyte.

Saccharomycotina

Les Saccharomycotina constituent un sous embranchement des Ascomycota. Ce groupe est monophylétique et ne contient que la seule classe des Saccharomycetes ou levures bourgeonnantes, et le seul ordredes Saccharomycetales. L’espèce la plus connue est Saccharomyces cerevisiae: la levure de boulangerie. Cette levure décrit une forme de croissance qui ne se limite pas à ce groupe des Ascomycota, mais se réfère plutôt au fait que le corps fongique est une seule cellule qui se reproduit de façon asexuée par bourgeonnement.
Le cycle de vie de Saccharomyces cerevisiaea été largement étudié, et parce que son génome a été séquencé (le premier à être achevé chez un eucaryote), les processus de reproduction sont également bien connus au niveau moléculaire. Au cours de la reproduction asexuée, le noyau de la cellule se divise par mitose et il se développe comme un bourgeon ; un des noyaux se déplace dans la seconde cellule. Le bourgeon s’élargie alors et au moment où il atteint la taille de la cellule mère il se sépare de celle-ci. La reproduction asexuée par bourgeonnement se produit au sein des populations haploïdes et diploïdes de cellules.
La majorité des levures Ascomycota connus, près de 1000, sont censés se reproduire uniquement de manière asexuée. Il est souvent difficile de détecter la reproduction sexuée des espèces nouvellement découvertes hétérothalliques sauf si un nombre suffisant de différents isolats sont croisés dans une tentative de découvrir les deux types sexuels.
Cette reproduction sexuée des Saccharomyces cerevisiae se produit après que les cellules contenant des allèles différents a et α fusionnent en réponse aux phéromones de contact dans un processus appelé plasmogamie. La caryogamie ou fusion des noyaux, deuxième étape dans le processus de fécondation, se produit pour obtenir une cellule avec un noyau diploïde. Il peut toutefois y avoir un retard dans l’achèvement de la reproduction sexuée, et la population de cellules diploïdes en formation peut ainsi augmenter en nombre. Finalement, les cellules fécondées se développent en asques et subissent la méiose. La membrane nucléaire rest e intacte pendant les deux méioses I et II, et l’axe de la deuxième division est parallèle à celui de la première division. Le clivage des quatre ascospores est initié par rupture des membranes délimitant les ascospores qui se développent indépendamment en association avec chacun des quatre noyaux qui sont les produits de la méiose. Les ascospores sont passivement libérées de l’asque.

Ustilaginomycotina 

Ce groupe contient 1500 espèces parasites de plantes. Ils sont généralement dimorphiques avec une phase haploïde saprophitique et une phase parasite diploïde. La phase haploïde commence généralement avec la formation de basidiospores issues de la méiose des noyaux diploïdes contenus dans les basides et se termine avec la conjugaison de cellules haploïdes compatibles pour former un mycélium dicaryotique parasite. Ce dernier produit ensuite des probasidia appelés teliospores. Chez la majorité des Ustilaginomycotina la paroi des teliospores s’épaissit, et à maturité, les sores libèrent les téliospores qui sont transportés par les agents de dispersion. Quasiment tous les Ustilaginomycotina sporulent sur ou dans les tissus parenchymateux de leurs hôtes. Il se forme généralement de la poudre brune ou noire formés par les téliospores qui est le stade le plus visible dans le cycle de vie de ceschampignons; ce qui leur a value le nom de « charbon ».

Agaricomycotina

Le sous-embranchement des Agaricomycotina contient environ 20.000 espèces décrites lesquelles représentent 70% des espèces connues de l’embranchement des Basidiomycota soit le tiers des espèces de champignons décrites incluant les champignons comestibles, les champignons gelatineux ou encore certaines levures (Kirk et al, 2001). Environ 98% des espèces d’Agaricomycotina sont dans le groupe des Agaricomycetes, qui comprend essentiellement les champignons comestibles. Les autres grands groupes sont les Tremellomycetes et Dacrymycetes. Ces derniers comprennent les «champignons gelés », qui ont souvent gélatineux, ainsi que de nombreuses espèces de levures (Hibbett et al, 2007).
Ils présentent toutes les stratégies écologiques qui caractérisent les Basidiomycotina. Pour assurer leur nutrition carbonée, les Agaricomycotina décomposent la matière organique morte ou entrent dans diverses associations avec les plantes, des animaux ou avec d’autres champignons.
Les Agaricomycotina présentent des caractères microscopiques et macroscopiques assez variables. L’un des caractères les plus importants dans la taxonomie des Basidiomycotina est la forme et les striations des basides. Cependant les basides chez les Agaricomycotina présentent des formes variées et peuvent présenter ou pas des stries transversales ou longitudinales. La plupart des Agaricomycotina produisent quatre spores sur chaque baside mais quelques espèces produisent une ou huit spores par baside. Un autre caractère important dans la taxonomie des basidiomycètes est la présence ou l’absence de « spore à répétition », laquelle est la production de spores secondaires directement par les basides. Les
Agaricomycotina montrent également ces variations de caractères. Ce n’est donc pas une surprise que ces espèces ne soient pas formellement identifiées avant l’avènement de la caractérisation moléculaire.
Le cycle de reproduction des Agaricomycotina commence par la germination des basidiospores qui donnent naissance à des mycéliums haploïdes. La rencontre de deux mycéliums haploïdes de types sexuels compatibles entraîne la formation du mycélium dicaryotique. Le mycélium ainsi formé produit une fructification pluricellulaire complexe dans laquelle se produisent la méiose et la formation des basidiospores selon les modalités classiques.
Dans le mycélium des Agaricomycotina, les pores septaux sont de type dolipores typiques.
Ces dolipores dérivent du réticulum endoplasmique et contiennent des protéines caractéristiques présentes uniquement chez les Agaricomycotina. Lesdolipores sont nécessaires au bon fonctionnement du mycélium et à l’élaboration de la fructification. En effet, la délétion d’un gène codant la protéine spc33 chez Schizophyllum communeentraîne une diminution de la croissance et une réduction de la production de carpophore. Ce groupe renferme la grande majorité des espèces de champignons comestibles
Dans notre étude, nous nous intéresseront uniquement aux champignons d’intérêts en particuliers aux champignons comestibles et médicinaux. La comestibilité d’un champignon reste un concept assez complexe. Cependant une approche négative de ce concept peut aider à sa meilleure compréhension. Ainsi un champignon peut être considéré comme non comestible lorsque sa consistance est trop dure ou trop visqueuse ou lorsqu’il présente un caractère toxique. En outre les champignons possèdent des propriétés médicinales étonnantes, en particulier, dans le traitement des maladies dégénératives et du cancer, mais aussi pour venir à bout de nombreuses pathologies moins lourdes (Astier, 2005).

IMPORTANCE DES CHAMPIGNONS

Les champignons sauvages comestibles sont cueillis pour l’alimentation et pour générer des revenus dans plus de 80 pays avec une importante diversité entre les différents types, des truffes aux lactaires, des chanterelles aux champignons en massue, avec plus de 1100 espèces enregistrés selon la FAO. Un petit groupe d’espèces a une importance économique en termes d’exportation, mais l’importance plus large des champignons sauvages comestibles résident dans leur utilisation comme aliment de subsistance dans les pays en développement. Ailleurs, ils sont un complément estimé et de valeur aux régimes alimentaires des populations rurales (FAO, 2006). Les champignons sont également utilisés comme remèdes dans la médecine traditionnelle dans beaucoup de pays comme la Chine mais aussi dans certains pays africains.

Importance nutritionnelle et médicinale :

Répartition de quelques champignons nutritionnels et médicinaux dans le monde :
Sur approximativement 15.000 espèces connues, 2000 espèces de champignons sont pour la consommation humaine et environ 650 de celles-ci possèdent des propriétés médicinales (Rai et al, 2005) ; J. F. Astier a estimé ce nombre à 700 espèces. Selon le même auteur, les chercheurs pensent que l’on pourrait découvrir un intérêt thérapeutique sur plus de 1.800 espèces de champignons au total (Astier, 2005).
Les champignons comestibles ont été cueillis et consommés par les populations pendant des milliers d’années. Les archives archéologiques révèlent des espèces comestibles associées aux populations vivant il y a 13 000 ans au Chili (Rojas et Mansur, 1995). La Chine est l’un des premiers pays dans la reconnaissance, la consommation et la culture des champignons (Luo, 2000). Ainsi la consommation de champignons sauvages en Chine a été vraisemblablement notée, plusieurs centaines d’années avant la naissance du Christ (Aaronson, 2000).
Actuellement plus de 858 espèces de champignons ont été enregistrées en Chine selon les collections précédentes et les découvertes les plus récentes (Mao, 1994).
Ces champignons sont le plus souvent cultivés contrairement aux pays européens qui pratiquent la collecte. Ainsi en Europe, il existe environ 6000 espèces qui forment un corps de fructification visible. La multitude de formes et de couleurs est tellement fascinante que les champignons peuvent devenir une vraie passion.
En Inde, l’utilisation des champignons dans la médecine a été mentionnée dans la littérature ancienne indienne près de 3000 BC. Une estimation des espèces de champignons décrites dans ce pays est comprise entre 15.500 et 23.000 avec 121 genres provenant de 16 familles de l’ordre des Agaricales dans lequel 912 taxas ont été recensés. (Verma et Upadhyay, 2000).
Le Brésil n’a pas une tradition dans la connaissance et l’exploitation dans le domaine des champignons en dehors d’une approche écologique. En 1997, cependant la production brésilienne de champignons est estimée entre 5000 et 7000 tonnes. Une part significative de ces champignons comestibles est habituellement vendue sans reçue et donc la vente de ces champignons n’est pas contrôlée. La totalité des champignons comestibles brésiliens est produite pour une exportation vers l’Europe, l’Asie et l’Amérique du Nord (Bononi, 2000).
L’Afrique semble être généralement mycophiliques. Cependant quelques 300 espèces de champignons ont été récencées comme étant comestibles dans le continent d’après une enquête basée sur la littérature (Rammeloo et Walleyn, 1993). Peu de données sont actuellement disponibles sur les champignons ectomycorhiziens comestibles en Afrique de l’Ouest. Les espèces décrites dans cette partie de l’Afrique appartiennent principalement aux genres Russula, Amanita, et Cantharellus et sont probablement comestibles car elles sont consommées en Afrique de l’est et en Afrique australe (Ducasso et al, 2003).
Ainsi dans certaines régions comme le Nigeria, les champignons sont utilisés dans la vie quotidienne comme nourriture ou remède en médecine traditionnelle. Les champignons les plus populaires dans ce pays sont Termitomyces robustus, T. microcarpus, les espèces d’Amanites non toxiques et les espèces de la famille des Russulacées et des Chantharellacées (Zoberi, 1973).
En République Centrafricaine, les Bofi consomment plus d’une vingtaine d’espèces qui révèlent les genres Temitomyces(3spp), Marasmius(3spp), Coprinus(2spp), Cokeina(2spp), Auricularia (2spp), Macrolepiota, Lentinuset Schizophyllum (Malaisse, 2004).
Au Malawi, les champignons sont également consommés. Ainsi plus de 60 espèces comestibles sont recensées appartenant principalement aux genres Amanita, Cantharelluset Termitomyces (Boa et al, 2000).
En Zambie, l’écologie et les noms vernaculaires de 39 taxons de champignons comestibles ont été mis en évidence dont 26 qui sont ectomycorhiziens, les autres étant saprophytes ou associés aux termitières. Dans cette étude, les plus cités dans la consommation sont les genres Cantharelluset Amanita suivi par les Termitomyces et les Lactariusavec une préférence de certains taxons par les populations locales (Degreef et al, 1997). Des espèces comme Schizophyllum commune et Lentinus squarrosulus ne sont consommées que si les autres espèces ne sont disponibles (Malaisse, 1997).
Dans les zones rurales en Zambie et au Zaïre (actuel République démocratique du Congo), les champignons sont largement consommés de fin Novembre à début avril. Une enquête menée dans les années 1950 a démontré qu’ils étaient au deuxième rang comme source de nourriture pour la population. Bien, il y’ait une grande variété d’espèces comestibles, les espèces les plus prisées appartiennent aux genres Termitomyces, Lactarius, Russula, Amanitaet Cantharellus avec une préférence également pour les Termitomyces. La consommation des champignons dans ce pays semble être plus une nécessité pour l’alimentation qu’une préférence.
Au Zimbabwe, un ménage consomme jusqu’à 20 kg de champignons frais par an et cette valeur avoisine 160 kg au Mozambique, où la consommation moyenne annuelle du seul Termitomyces schimperipeut atteindre 30 à 35 kg par famille (Boa et al, 2000).
Dans la province du Katanga en République Démocratique du Congo, la quantité de champignons consommée annuellement atteint en moyenne une trentaine de kilos pour un villageois et une quinzaine pour un citadin (Degreef et al,1997).
En Côte d’Ivoire, les champignons les plus appréciées sont Volvariella volvacacae, les espèces de Psathyrella et les espèces de Termitomyces sont consommées dans toutes les parties de la Côte d’Ivoire et Auricularia spdans le nord du pays (Kouassi et al, 2000).
Au Gabon, les populations du nord consomment 39 taxons de champignons, les plus appréciés appartiennent au genre Termitomycesdont les espèces les plus recherchées sont T. filuginosus,T. robustuset T. microcarpus(Eyi Ndong, 2009).

ETUDE PHYLOGENETIQUE DE CHAMPIGNONS SUPERIEURS DU SENEGAL

Introduction 

Le Sénégal est la pointe Ouest la plus occidentale de l’Afrique continentale (Annexe I). Son territoire est compris entre 12°8 et 16°41 de latitude nord et 11°21 et 17°3 de longitude ouest.
Il est composé de 14 régions administratives : Dakar, Diourbel, Fatick, Kaffrine, Kaolack, Kédougou, Kolda, Louga, Matam, Saint Louis, Sédhiou Tambacounda, Thiès et Ziguinchor (Annexe 1). Son climat est de type sahélien. Il comporte une saison des pluies de juin à octobre avec un pic en août-septembre et une saison sèche, le reste de l’année. La saison pluvieuse est la saison propice pour le developpement des différentes espèces de champignons.
La connaissance de ces champignons reste encore faible dans le pays. Ainsi selon le rapport national sur la biodiversité (1997), le groupe des champignons avec ceux des Cyanobactéries, Algues, Lichens et Bryophytes restent encore très mal connus. Cependant quelques études mentionnent la présence de champignons d’intérêt, en particuliers comestibles et médicinaux, dans le pays; Ainsi les espèces Pisolithus sp et Phlébopus sudanicus ont été trouvées en symbiose avec Casuarina équisitifoliaet sont consommées par les européens (Ducousso et al, 1991) ; P. sudanicusest récolté dans les plantations littorales du Sud du Sénégal et est vendu localement dans les restaurants touristiques (Ducasso et al, 2003). De même Gyrondon intermédius ined. est trouvé dans les galeries forestières au Sénégal où il est servi dans quelques restaurants touristiques comme bolet local.
D’autres études réalisées ont montré la présence de Termitomyces dans les régions de Kolda, Thiès et Tambacounda (FrØslev et al, 2003). Les espèces de Termitomycessont, par ailleurs, hautement appréciées dans la gastronomie en Afrique subsaharienne et sont recherchées après la saison pluvieuse pour la consommation et la vente (Ryvarden et al, 1994). Un Agaricus sp a été aussi rencontré sur le marché dakarois (Zhao etal ,2011).
Enfin selon 2800 rapports nationaux sur les champignons sauvages utiles (utilisations comestibles, médicinales et autres) de 85 pays (FAO, 2006), le Sénégal présente dix espèces de champignons qui seraient comestibles (Afroboletus costatisporus, Amanita crassiconus, Amanita hemibapha, Cantharellus congolensis, Amanita rubescens, Cantharellus pseudofriesii , Lactarius gymnocarpus, Russula foetens, Russula pectinata et Tubosaeta brunneosetosa),deux espèces à usage alimentaire (Gyrodon intermedius, Phlebopus sudanicus) et enfin une espèce à usage médicinal (Polyporus sp).Ce rapport confirme l’usage de certaines de ces espèces de champignons sus mentionnées (Phlébopus sudanicus, Gyrondonintermédius, Cantharellus congolensis).
L’objet de cette présente étude est de contribuer à une meilleure connaissance des champignons sénégalais surtout ceux d’intérêt par l’utilisation des techniques moléculaires.

La PCR (Polymerase Chain Reaction)

L’amplification en chaîne par la ADN polymérase, ou en anglais « polymerase chain reaction » (PCR) (Erlich, 1989) est une technique qui est rapidement devenue l’une des plus largement utilisées en biologie moléculaire, parce qu’elle est rapide, économique et simple.
La technique amplifie des fragments spécifiques d’ADN à partir de petites quantités d’ADN matrice, même si cet ADN matrice est peu représenté dans l’échantillon.
Cette amplification se fait en plusieurs cycles et chaque cycle comprend les étapes suivantes:
La dénaturation (30 s à 95°C) : c’est la phase où les brins d’ADN se séparent pour former des simples brins.
L’hybridation (30 s à une température généralement située 2 degrés au-dessous du Tm le plus faible des deux amorces) : cette phase est marquée par la fixation des deux amorces spécifiques. La première se fixe sur l’un des brins d’ADN, l’autre sur le brin complémentaire.
Les sites de reconnaissance des amorces sont choisis pour initier la synthèse d’ADN dans la région d’intérêt pendant l’élongation.
L’élongation (environ 1 mn à 72°C) : c’est la phase de synthèse de l’ADN par l’incorporation de nucléotides grâce à l’ADN polymérase (Taq polymérase) en respectant la règle de complémentarité des bases azotées.

Le séquençage à partir de produits de PCR clonés

Lors de la migration électrophorétique des produits de PCR, on peut être confronté au niveau du gel d’agarose à la présence de plusieurs bandes d’ADN distinctes. Dans ce cas, on peut isoler les bandes d’ADN en faisant un clonage. Le clonage consiste à isoler à des fins d’amplification et/ou de manipulation un fragment d’ADN en l’insérant dans un vecteur capable de se multiplier au sein des bactéries. Le clonage comprend les étapes suivantes.

La ligation

La ligation consiste à insérer un fragment d’ADN dans un plasmide d’une bactérie chimiocompétante (Escherichia coli). Pour ce faire, on mélange 1 µl de tampon 10X ligase, 1 µl ligase T4, de 1 µl pGEM-T-easy (Promega) et 7 µl insert (ADN matrice). Ce mélange est incubé à 37°C pendant 1 heure puis toute la nuit à température ambiante.

Comparaison des taux de substitution nucléotidiques intraspécifiques entre séquences mitochondriales et nucléaires

Pour les besoins de ces comparaisons, le pourcentage de variations nucléotides (substitutions et insertions/délétions) a été déterminé pour les séquences mitochondriales (atp6, rpo, intergénique), introniques (iAbi9’, iAbi10 etiAbi11 etiAbi14) et nucléaires (ITS, rpb2 et fruk) pour chacune des souches d’Agaricus étudiées. Le nombre d’insertions/délétions nucléotidiques est très faible comparé au nombre de substitutions pour l’ensemble des séquences étudiées ainsi nous avons décidé d’utiliser le terme de taux de substitution nucléotidique pour représenter l’ensemble des variations nucléotidiques. La moyenne et l’écart-type des pourcentages de substitution de ces 11 souches sont montrés dans la figure 16 pour chaque type de séquences.
Les séquences mitochondriales montrent un faible taux de substitutions nucléotidiques notamment pour le gène atp6 (moyenne = 0,06 %) mais aussi pour le gène érodé rpo (moyenne = 0,05 %). Ce faible taux d’évolution des séquences rpo est surprenant pour un gène décrit comme étant un vestige d’un gène en cours d’élimination. Les séquences de la région intergénique non codante possèdent un faible taux de substitution nucléotidique mais plus grand que les taux de substitution nucléotidique des deux autres régions mitochondriales avec une moyenne égale à 0,24 %.
En ce qui concerne les séquences introniques, le taux de substitutions nucléotidiques varie de zéro (iAbi11 avec ou sans ORF) à 0,08 % (iAbi10) avec une valeur maximale de 0,24 % pour les séquences heg érodé d’iAbi14. Ces valeurs suggèrent qu’une pression de sélection est exercée sur l’ensemble des introns étudiés pour le maintien de leur fonctionnalité à l’exception iAbi14.
Au contraire, chacune des trois séquences nucléaires possèdent un taux de substitution nucléotidique supérieur à ceux des séquences mitochondriales correspondantes avec un taux de substitutions qui varie de 0,43 % (rpb2) à 1,5 % (fruk) ; de façon surprenante, les gènes codants ont un taux de substitution quasi similaire (rpb2) ou supérieur (fruk) aux séquences ITS non codantes. Ceci peut être expliqué par le fait que les séquences ITS, comme ils sont largement répétés dans l’unité ribosomale, pourraient être affecté par un mécanisme connu comme étant un élément de l’évolution (Arnheim et al, 1980 ; Fuertes Aguilar et al, 1999). Ce mécanisme conduirait une homogénéisation de l’ADN ribosomal, ainsi ceci empêche l’extension de la substitution nucléotidique et diminue donc le taux de substitution nucléotidique dans cette séquence.
Pour confirmer et étendre cette analyse, les séquences mitochondriales (atp6, rpo, intergénique), introniques (iAbi9’, iAbi10 et iAbi11 et iAbi14) et nucléaires (ITS, rpb2 et fruck) sont compilés séparément et les taux de substitution sont comparés. Pour chaque compilation, les moyennes et les écarts-types des pourcentages de substitution nucléotidique entre les 11 souches d’A. bisporus sont montrés dans la figure 16. Les séquences introniques et mitochondriales possèdent de faibles taux de substitution respectifs de 0,07 % et de 0,12 %. Les séquences nucléaires possèdent un taux de 0,83 % supérieur à ceux des séquences introniques et mitochondriales. Ces valeurs sont soumises des analyses statistiques (ANOVA) qui confirment que les différences observées entre le taux d’évolution des séquencesnucléaires par rapport aux séquences mitochondriales d’une part et aux séquences introniques d’autre part sont statiquement significatives.

Le rapport de stage ou le pfe est un document d’analyse, de synthèse et d’évaluation de votre apprentissage, c’est pour cela rapport-gratuit.com propose le téléchargement des modèles complet de projet de fin d’étude, rapport de stage, mémoire, pfe, thèse, pour connaître la méthodologie à avoir et savoir comment construire les parties d’un projet de fin d’étude.

Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I: SYNTHESE BIBLIOGRAHIQUE 
I. Généralité sur les champignons
1. Chytridiomycota
 Chytridiomycotina (deux classes : Chytridiomycetes et Monoblepharidomycetes)
 Neocallimastigomycotina
 Blastocladiomycotina
2. Glomeromycota
3. Zygomycota
4. Ascomycota
4.1. Pézizomycotina
4.2 Saccharomycotina
4.3. Taphrinomycotina
 Les Schizosaccharomycetessont des levures qui se reproduisent par fission alors que la plupart des autres levures se reproduisent par bourgeonnement
 Les Pneumocystidomycetessont des parasites de mammifères dont on ne connait qu’un seul genre : Pneumocystis
 Les Neolectomycetessont les seuls à former des structures reproductrices pluricellulaires
La classe ne comprend qu’un seul genre : Neolecta
 Les Taphrinomycetessont des parasites dimorphiques de plantes, ils présentent un stade
levure non parasite et un stade filamenteux dans les plantes infectées
5. Basidiomycota
5.1. Pucciniomycotina
5.2. Ustilaginomycotina
5.3. Agaricomycotina
II. Importance des champignons
1. Importance nutritionnelle et médicinale
1.1. Répartition de quelques champignons nutritionnels et médicinaux dans le monde
1.2 Importance nutritionnelle et médicinale
2. Importance économique
CHAPITRE II : ETUDE PHYLOGENETIQUE DE CHAMPIGNONS SUPERIEURS DU SENEGAL
Introduction
1. Matériels et Méthodes
1.1 Matériel
1.2 Méthodes
1.2.1. Extraction des acides nucléiques
a. La « maxiprep »
b. La « miniprep »
1.2.2. Dosage au Nanodrop
1.2.3. La PCR (Polymerase Chain Reaction)
a. Mélange réactionnel de la PCR
b. Programme PCR
1.2.4. Electrophorèse
a. Principe
b. Préparation du gel d’agarose
d. Dépôt et migration électrophorétique
1.2.5. Le Séquençage
a. Le séquençage à partir de produits de PCR
b. Le séquençage à partir de gels d’agarose purifiés
c. Le séquençage à partir de produits de PCR clonés
 La ligation
 La transformation bactérienne
 Purification des plasmides: (Kit Promega Wizard DNA purification)
1.2.6. Analyse des séquences
2. Résultats et discussion
2.1. Résultats Blastn sur NCBI
2.2. Arbres phylogénétiques
Conclusion
CHAPITRE III : ETUDE DE LA VARIABILITE GENETIQUE DE 11 SOUCHES D’AGARICUS BISPORUS
Introduction
1. Matériels et Méthodes
1.1. Matériels
1.2. Méthodes
1.2.1. PCR et séquençage
1.2.2. Analyses des séquences
1.2.3. Analyses statistiques
2. Résultats et discussion
2.1. Evolution moléculaire des introns du groupe I : iAbi10, iAbi11et iAbi14
2.2. Taux de substitution nucléotidique des trois régions mitochondriales codantes ou non codantes
2.3. Comparaison des taux de substitution intraspécifique entre séquences mitochondriales et nucléaires
2.3.1. Etude du taux de substitution nucléotidique des séquences de trois régions codantes et non codantes nucléaires
2.3.2. Comparaison des taux de substitution nucléotidiques intraspécifiques entre séquences mitochondriales et nucléaires
2.2.3.3. Construction d’arbres de distance avec les séquences introniques, mitochondriales et nucléaires
Conclusion
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES 

Lire le rapport complet

Télécharger aussi :

Laisser un commentaire

Votre adresse e-mail ne sera pas publiée. Les champs obligatoires sont indiqués avec *