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Choix de l’espèce
L’espèce étudiée est le bec-de-lièvre (Exoglossum maxillingua) (cf. Figure 4). Ce choix se justifie par le fait que cette espèce est suffisamment abondante sur les sites d’études (point essentiel pour capturer un nombre de poissons suffisant). De plus, lors du pré-échantillonnage, ce fut l’espèce la plus abondante dans les classes de tailles intéressantes pour les analyses (poissons de 8 à 12 cm).
Biologie de l’espèce
Le bec-de-lièvre est un poisson d’eau douce de la famille des cyprinidés. Sa longueur maximale est d’environ 160 mm. Il se distingue des autres espèces de poisson par son corps trapu, ses flancs argentés aux teintes violet verdâtre et sa lèvre inférieure à trois lobes (cf. Figure 5). Au Canada, le bec-de-lièvre vit dans le bassin versant du fleuve Saint-Laurent à l’Est de l’Ontario et du Québec. Son habitat est constitué principalement des ruisseaux ou des rivières à l’eau claire, au courant lent à moyen, au fond composé de galet, gravier, sable, et généralement avec peu de végétation aquatique et de limons. Il se nourrit principalement de mollusques et de larves aquatiques (Scott et Crossman, 1973).
Écophysiologie : réponse du poisson à un stress
Actuellement, il n’existe à notre connaissance aucune documentation sur la réponse au stress du bec-de-lièvre. Cependant, les données concernant les autres espèces de poissons peuvent apporter de précieux renseignements sur la réponse au stress du bec-de-lièvre.
Définition d’un stress : Selon Bruslé, J. Quignard (2004 dans « Les poissons et leur environnement », un stress est « une réaction à certains stimuli induisant des perturbations physiologiques et comportementales. Il est généralement suivi par l’adoption d’une réponse appropriée (fuite ou résistance). »
Chez les poissons, les différents stress vont être d’abord « interprétés » principalement par l’hypothalamus (cf. Figure 6), lui-même agissant sur la glande surrénale via l’hormone corticotrope (ACTH). La glande surrénale agit ensuite sur les concentrations en corticostéroïdes (principalement le cortisol) et en catécholamines (neurotransmetteurs comme l’adrénaline par exemple .
Le cortisol a une action directe sur la glycogénogenèse et peut ainsi modifier directement les taux de glucose et de lactate dans le sang des poissons (Bruslé, J. Quignard (2004 .
Pêche électrique
La technique d’échantillonnage utilisée est la pêche électrique. En effet, cette technique permet de capturer de manière rapide et efficace les poissons recherchés. Dans le cadre de cette étude, il est essentiel que les poissons étudiés soient capturés le plus rapidement possible (cf. I- 3.4), c’est pourquoi cette technique a été privilégiée.
Le matériel utilisé lors d’une pêche est le suivant :
-une pêcheuse électrique « LR-24 Electrofisher Smith-Root», alimentée par une batterie de 24V et pouvant délivrer jusqu’à 400W de puissance en courant continu
-deux épuisettes utilisées pour capturer le poisson électrisé.
-une bourriche à poisson synthétique pour conserver le poisson capturé.
Le principe de la pêche électrique est d’envoyer un courant électrique dans le cours d’eau. Ce courant va circuler entre l’anode (tenue en main par le pêcheur et la cathode (câble d’acier trainant dans l’eau derrière le pêcheur . Le poisson qui se trouve dans ce champ électrique (environ 1,50m) voit ses muscles se contracter, il est d’abord inhibé (il s’arrête de nager , puis la voie motrice est excitée. Il subit alors une nage forcée vers l’anode où il peut facilement être capturé.
La réaction du poisson et l’efficacité de la pêche vont dépendre de :
(1) La distance à laquelle le poisson se trouve de l’anode.
(2) La position du poisson par rapport à l’anode.
(3) La taille du poisson, plus le poisson est grand, plus les fibres nerveuses sont longues et susceptibles de réagir.
(4 L’espèce, selon la forme du poisson (allongée ou ronde , la répartition des volumes (tête allongée ou plate , son habitat (benthique ou pélagique , ses réactions à l’électricité seront différentes.
(5 La conductivité de l’eau.
La pêche se pratique de l’aval vers l’amont, le pêcheur étant en tête et les deux épuisettes derrière lui (cf. Figure 7). Le pêcheur effectue des allers-retours latéraux en s’assurant d’échantillonner toute la surface de la rivière.
La puissance utilisée pour ce protocole est de 150 W, le voltage est ajusté en fonction de la conductivité du cours d’eau.
Mesures environnementales
Sur tous les sites étudiés, après chaque pêche électrique, des variables environnementales sont prises en note. Celles-ci sont :
-L’ensoleillement.
-Le taux d’oxygène de l’eau et la saturation en oxygène.
-La température de l’eau.
-La transparence de l’eau.
-Le type de substrat en différent points.
-La vitesse du cours d’eau en différents points.
-Le colmatage du substrat.
Le taux d’ensoleillement est évalué de manière visuelle. Les mesures physiques sont effectuées à l’aide d’un oxymètre et d’un conductimètre « ysi ». La transparence est évaluée à l’aide d’un disque Secchi. La vitesse du courant est mesurée à l’aide du « Marsh McBirney Flo-Mate 2000 Flow Meter » sur chaque quadrat à une hauteur de 0,368 fois (arrondi à 0,4) la hauteur d’eau, afin de mesurer la vitesse moyenne théorique (application de la loi de Prandtl-Von Karman ou « loi de la paroi »). Le type de substrat est évalué de manière visuelle à l’aide d’un quadrat de 50cm/50cm. Pour obtenir une évaluation assez précise de la granulométrie, la précision est d’un quadrat par 30m² de rivière échantillonnée en pêche électrique.
Les classes granulométriques sont les suivantes (cette échelle visuelle est utilisée par le réseau HydroNet CRSNG (Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada) et ne correspond pas à un « standard ») :
-argile/limon (<50 μm).
-sable (50 μm à 2mm).
-gravier (2 à 200mm).
-cailloux (2 à 6 cm).
-galet (6 à 25 cm).
-roche (25 à 100 cm).
-bloc métrique (>100 cm, contours visibles).
-roche mère (contours impossibles à distinguer).
Échantillonnage des poissons : mesure des taux de lactate et de glucose
Lors des pêches électriques, les poissons sont échantillonnés selon un protocole précis. L’objectif est de capturer des poissons n’ayant pas subi de stress (réponse de base et d’autres 30 minutes après avoir subi un stress (pic de réponse) (cf.II-1).
Les poissons servant de témoins « stress environnement » doivent être tués dans la minute qui suit la capture afin d’éviter toute réaction métabolique liée au stress de la pêche pouvant fausser les résultats (cf. 2.3).
Les poissons témoins stressés par la pêche électrique sont disposés dans des seaux d’eau isolés durant 30 minutes (cf.II-1) afin d’éviter tout stress supplémentaire entre la capture et la mise à mort. Après ce pas de temps, les poissons sont tués.
Pour chaque pêche, 8 poissons sont capturés pour le pas de temps <1 minute et 8 pour le pas de temps 30 minutes. L’ordre de capture peut varier en fonction des conditions sur le terrain.
Après la capture et la mise à mort, chaque poisson va passer par un stand de mesures biométriques (cf. Figure 9), où il sera pesé et mesuré. Puis pour chaque poisson sont mesurés les taux de glucose et de lactate. Le contenu stomacal est aussi évalué (vide, peu rempli ou plein). Les poissons sont ensuite conservés dans une glacière en attendant leur traitement en laboratoire.
Traitement des échantillons
Les poissons morts sont conservés dans l’azote liquide (-196°C) en attendant leur traitement, afin d’éviter une dégradation du cortisol.
Le traitement des échantillons consiste à mixer les poissons congelés afin de les réduire sous la forme d’une « pâte » semi-liquide (voir stand de traitement en Figure 10). Chaque poisson ainsi traité est transféré dans 3 tubes afin qu’environ 3g d’échantillon soient disponibles pour les analyses de cortisol.
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Table des matières
I- Présentation générale
I-1 Site d’étude
1.1 Station de biologie des Laurentides
1.2 Rivières étudiées
I-2 Espèce étudiée
2.1 Choix de l’espèce
2.2 Biologie de l’espèce
2.3 Écophysiologie : réponse du poisson à un stress
I-3 Matériel et méthode
3.1 Pêche électrique
3.2 Plongée
3.3 Mesures environnementales
3.4 Échantillonnage des poissons : mesure des taux de lactate et de glucose
3.5 Traitement des échantillons
3.6 Mesure des taux de cortisol
3.7 Tests statistiques
II- Résultats
II-1 Courbes de réponse au stress du bec-de-lièvre
II-2 Réponse au stress pour chaque rivière
II-3 Variation inter-rivières
II-4 Variations temporelles sur la rivière Simon
II-5 Corrélations linéaires
III- Discussion
III-1 Variations spatiales
III-2 Variations temporelles
III-3 Variables explicatives potentielles
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