Durée du cycle de développement de Achroia grisella et Galleria mellonella

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Les larves et chrysalides

Après éclosion, des larves de très petite taille apparaissent. Elles mesurent environ 1 mm pour A. grisella et 2 mm pour G. mellonella (Ellis et al., 2013). Les larves passent par cinq mues avant d’atteindre le dernier stade qui mesure jusqu’à environ 2 cm pour A. grisella (Figure 4.A) et 3 cm pour G. mellonella (Figure 4.B). Après la mue nymphale, les larves deviennent des chrysalides enveloppées dans des cocons de soie (Figure 5). Pour A. grisella, les cocons sont parfois recouverts de débris (Figure 5.A), ils mesurent 8 mm. Pour G. mellonella, les cocons mesurent 10 mm (Figure 6.A).

Bio-écologie

A. grisella et G. mellonella ont le même mode de vie (Chandel et al., 2003). Elles accomplissent tout leur cycle de développement dans les ruches. Elles sont connues comme étant des ennemis redoutables de Apis mellifera.
Après émergence, les adultes sortent de la ruche pour s’accoupler dans les arbres à proximité, ils ne se nourrissent pas mais utilisent leur réserve (Cushman, 2000). Pour les deux espèces de fausses teignes, les femelles ont une espérance de vie plus courte par rapport aux mâles (Paddock, 1918). La femelle de A. grisella vit en moyenne 10 jours et le mâle 15 jours, pour G. mellonella la femelle vit environ 12 jours alors que le mâle 21 jours (Ellis et al., 2013). Pour pondre, les femelles pénètrent dans la ruche et déposent les grappes d’oeufs à l’interstice, à proximité de l’entrée. La ponte se passe généralement la nuit et l’incubation dure respectivement 3 à 5 jours et 5 à 8 jours pour A. grisella et G. Mellonella (Charrière & Imdorf, 1999).
Lorsque les oeufs éclosent, les larves néonates se mettent tout de suite à la recherche de nourritures. Les larves passent par 5 stades (Paddock, 1918). Pour A. grisella, le stade larvaire dure 4 à 5 semaines tandis que 6 à 7 semaines pour G. mellonella (Ellis et al., 2013). Elles se nourrissent de cire des cadres, de pollen, de miel et des résidus de cocons qui restent au fond des alvéoles après plusieurs générations d’abeilles, ce qui les rendent dangereuses pour ces dernières (Mathis, 1951). Ce sont des larves très voraces. Elles construisent aussi des galeries dans les alvéoles entrainant la destruction de celles-ci ainsi que la mort des larves et nymphes d’abeilles. Au terme de leur développement, les larves de A. grisella et G. mellonella confectionnent de la soie, avec laquelle elles vont construire leur cocon puis elles se transforment en chrysalide. La soie tissée par A. grisella est moins importante par rapport à celle de G. mellonella (Figure 7).

Les fausses teignes, ennemis des abeilles

Les fausses teignes sont de redoutables ennemis des abeilles (Charrière & Imdorf, 1999). Ce sont les larves qui sont nuisibles en creusant leur réseau de galeries tapissées de soie dans tout le rayon (Figure 8.A). Comme les abeilles ne savent pas comment retirer cette soie, les cellules abimées ne sont pas réparées et deviennent impropres à la ponte et au stockage du nectar (Mathis, 1951) (Figure 8.B). En grandissant, la larve de fausse teigne établit des ponts de soie entre les rayons ; ce qui entrave la circulation des abeilles. Une femelle de fausse teigne pond plusieurs grappes d’oeufs et, avec une centaine d’oeufs par grappe, les dégâts deviennent rapidement irréversibles et empêchant l’éclosion des oeufs. La ruche devient une vaste toile d’araignée. A. grisella et G. mellonella font les mêmes ravages mais de par sa grande taille, G. mellonella occasionne des dégâts plus graves (Mathis, 1951).

Les fausses teignes comme animaux de laboratoire

Par ailleurs, de récentes recherches utilisent les larves des fausses teignes comme hôtes pour des expériences au laboratoire (Aperis et al, 2007). Elles sont particulièrement utilisées dans les études sur les microorganismes pathogènes des mammifères, dont l’Homme (Mukherjee et al., 2011) mais aussi des microorganismes pathogènes d’insectes. Elles peuvent servir d’hôtes pour l’isolement de ces pathogènes permettant ainsi leur culture. Il y a une grande similarité entre leur système immunitaire et celui des mammifères (Kavanagh & Reeves, 2004) ; elles peuvent également être élevées à une température de 37°C qui est la température idéale pour la viabilité des pathogènes des mammifères. Elles présentent également l’avantage d’être faciles à élever. Les larves peuvent être nourries avec seulement du miel et de la cire ou d’alvéoles d’abeilles. Leur cycle de développement dure généralement quelques semaines si les conditions sont favorables. Ainsi, une centaine d’individus peuvent être obtenus avec une seule ponte. Plusieurs individus peuvent donc être utilisés en même temps pour les expériences. En outre, les résultats peuvent être obtenus après seulement 48h (Cotter et al., 2000).

Les organismes vivants du sol

Le sol constitue un milieu très riche en organismes vivants. La rhizosphère représente la partie du sol directement influencée par les racines et où l’on observe une présence abondante d’organismes vivants (Marilley, 2007).
Le sol peut abriter diverses espèces qui peuvent être classées en 3 catégories : la microfaune qui comprend les microorganismes dont la taille est inférieure à 0.2mm comme les champignons, bactéries, nématodes ; la mésofaune incluant les organismes de taille intermédiaire, de 0.2 à 2mm, comme les acariens ou les collemboles ; et la macrofaune qui comprend les organismes de grande taille, de plus de 2mm, comme les vers de terre et les larves de certains insectes (Blanchart & Alary, 2009). Ainsi, le sol est très riche, non seulement en insectes ravageurs mais aussi en entomopathogènes. Ces derniers régulent normalement la fluctuation des populations des ravageurs et peuvent être utilisés comme auxiliaires biologiques. Le sol constitue le principal abri pour les entomopathogènes, en particulier les champignons (Asensio, 2003).

Généralités sur les entomopathogènes du sol

Les entomopathogènes sont des microorganismes qui provoquent une infection chez les insectes et causant leur mort. Ils sont utilisés en lutte biologique. Ces pathogènes ont l’avantage d’être spécifiques, faciles à produire en grande quantité, d’avoir une action rapide et pouvant être épandus de la même manière que les insecticides conventionnels (Lambert, 2010). À ce jour, plusieurs milliers de microorganismes entomopathogènes ont été décrits. Ils sont naturellement présents dans l’environnement (sol, air, eau) et infectent généralement leurs hôtes soit par ingestion, soit par pénétration à travers la cuticule ou par les orifices. Pour les entomopathogènes du sol, ils regroupent les virus, protozoaires, nématodes, bactéries et champignons.

Les vers blancs

Les larves d’insectes appartenant à la famille des Scarabaeidæ de l’ordre des Coléoptères sont communément surnommées vers blancs (Simard et al., 2009). Parmi les insectes ravageurs du sol, ce sont les vers blancs qui posent actuellement le plus de problèmes aux agriculteurs. Environ 25000 espèces sont recensées et sont retrouvées un peu partout dans le monde y compris Madagascar qui possède même quelques espèces endémiques (Randriamanantsoa, 2010).
Les dégâts fréquents causés par les vers blancs sont observés dans certaines cultures exposées, notamment des zones de prairies à environnement boisé, dans des gazons en espaces verts ou encore dans des pépinières ornementales et forestières. Ces dégâts se caractérisent dans les cas les plus graves par une destruction complète du système racinaire. Les couverts végétaux complètement desséchés se détachent par plaques entières ou ont disparu, laissant la terre à nu. A Madagascar, les vers blancs s’attaquent presque exclusivement aux graminées (riz, maïs, …), ce qui fait qu’ils font partie des problèmes majeurs du pays à l’heure actuelle (Randriamanantsoa, 2010).

Taux de productivité

Le taux de productivité a été déterminé avec l’effectif des individus obtenus pendant l’élevage et la durée respective de chaque stade. La courbe de tendance a été construite à partir du taux de productivité en tenant compte du taux d’éclosion qui est seulement de 51% en moyenne pour A. grisella et 49 % pour G. mellonella, du taux de mortalité larvaire, respectivement 3% et 2 % et du taux d’émergence des adultes respectivement de 83% et 77% en moyenne. Pour les 2 espèces, pendant l’élevage l’effectif des individus pour chaque stade augmente d’une génération à une autre. L’augmentation est assez forte de la 1ère à la 3ème génération et devient plus ou moins stable après la 3ème génération. L’équation de la courbe a été donnée afin de pouvoir déterminer le temps nécessaire pour obtenir un effectif donné d’individu d’un stade. Pour A. grisella, en une année, 500 larves peuvent être obtenues à partir de 90 cocons.

Identification des Champignons isolés

A partir de la culture sur milieu PDA, deux isolats sont obtenus, notés isolat I1 et isolat I2. D’après l’étude macroscopique, l’isolat I1 possède une colonie de couleur crème, d’aspect laineux avec un relief plat, une consistance friable et une taille étendue (Figure 26.A). Pour l’isolat I2, la colonie est de couleur blanche, d’aspect cotonneux, relief bombé, une consistance friable et une taille étendue (Figure 26.B).
L’observation microscopique a montré que pour les isolats I1 et I2 les filaments mycéliens présentent des cloisonnements (Figure 27.A.C). Elles appartiennent donc aux groupes des Septomycètes. La différence s’observe au niveau des spores. Pour l’isolat I1 les spores sont en forme de fuseau, et la conidiogenèse est de type Acroblastospore c’est-à-dire que la nouvelle conidie sera produite par la conidie précédente, et ainsi de suite, donnant naissance à une chaîne acropète (Figure 27.B), elle appartient donc au genre Fusarium de type monoliforme. Pour l’isolat I2 les spores sont de forme arrondie (Figure 27.D) et la conidiogenèse est également de type acroblastospore ce qui amène à dire qu’elle appartient au genre Paecilomyces.

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Table des matières

I. INTRODUCTION
II. REVUE DE LA LITTERATURE
II-1 Généralités sur les fausses teignes
II-1-1 Systématiques
II-1-2 Morphologie
II-1-3 Bio-écologie
II-1-4 Impacts économiques des fausses teignes
II-2 Les organismes vivants du sol
II-3 Généralités sur les entomopathogènes du sol
II-3-1 Les virus
II-3-2 Les protozoaires
II-3-3 Les nématodes
II-3-4 Les bactéries
II-3-5 Les champignons
II-4 Les ravageurs du sol
II-4-1 Généralités
II-4-2 Les vers blancs
III. MATERIELS ET METHODES
III-1 Elevage de Achroia grisella et Galleria mellonella
III-1-1 Matériels utilisés
III-1-2 Méthode d’élevage
III-2 Piégeage des entomopathogènes du sol
III-2-1 Matériels
III-2-2 Méthode de piégeage
III-3 Isolement et identification des entomopathogènes piégés
III-3-1 Matériels
III-3-2 Méthodes d’isolement et d’identification
III-4 Test de pathogénicité des entomopathogènes isolés
III-4-1 Matériels
III-4-2 Méthodologie pour les tests
III-5 Analyse des données
IV. RESULTATS
IV-1 Elevages
IV-1-1 Cycle de développement
IV-1-2 Taux de productivité
IV-2 Résultats du piégeage
IV-2-1 Piégeage
IV-2-2 Taux d’infection
IV-3 Identifications des entomopathogènes
IV-3-1 Identification des nématodes
IV-3-2 Identification des Champignons isolés
IV-3-3 Identification des bactéries
IV-4 Tests de pathogénicité
IV-4-1 Test de pathogénicité des nématodes sur Heteronychus sp
IV-4-2 Test de pathogénicité des Champignons
IV-4-3 Tests de pathogénicité des bactéries
V. DISCUSSION
V-1 Elevage
V-1-1 Durée du cycle de développement de Achroia grisella et Galleria mellonella
V-1-2 Taux de productivité
V-2 Piégeage d’entomopathogènes
V-3 Pathogénicité des entomopathogènes
VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVES …..

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