Soutenance mémoire
Dermatophytes
Les dermatophytes présentent une aptitude certaine au parasitisme qui leur confère une contagiosité manifeste. La contamination peut être d’origine humaine (espèces anthropophiles), animale (espèces zoophiles), tellurique (espèces géophiles). Elle se fait par les spores (arthrospores) très résistant dans les débris d’ongles. Ces spores peuvent survivre des mois voiredes années dans le milieu extérieur, en particulier dans l’environnement des malades, ce qui contribue à leur contamination.
La contamination peut aussi se faire indirectement par les vêtements, chapeaux, chaussures, planchers de piscines (12; 1)
Aspergillus sp
Ce sont les spores produites en grande abondance par les têtes aspergillaires qui sont responsables de la dissémination du champignon.
Légères, elles peuvent êtres véhiculées par le vent sur de grandes distances et représentent 2 à 8% des spores isolées dans l’air. La principale voie de pénétration chez l’homme est aérienne. Mais une contamination directe est liée ou non à un traumatisme ou à un acte chirurgical, peut être responsable de formes localisés(1).
Fusarium sp
Ils vivent en saprophytes dans le milieu extérieur. Ils sont aussi pathogènes des plantes. La contamination se fait soit par voie cutanée ou transcutanée, soit par voie aérienne, la voie digestive est plus rare. (1)
Scytalidium
Ils sont anthropophiles, les Scytalidium sont saprophytes du sol, des végétaux ou bien parfois phytopathogénes d’arbres fruitiers. Ils parasitent l’homme vraisemblablement par le biais de la marche nu pied(1).
Onychocola Canadensis
Onychocola canadensis a été isolé le plus fréquemment chez les femmes âgées travaillant le plus souvent en tant que jardiniers ou agriculteurs ; Ceci suggère une probable infection à partir des sols (62).
Geotrichum
Le Geotrichum peut faire partie de la flore normale ou agir comme un contaminant et quand il se produit une infection, il est probablement d’origine endogène.
Trichosporon
En plus de l’acquisition endogène dans l’intestin, un nombre de cas de trichosporonoses peut être exogène. Trichosporon sp peut entrer dans le sang après la contamination percutanée insérer par cathéter intravasculaire colonisant la peau.
MANIFESTATIONS CLINIQUES
Structure anatomique de l’ongle
L’ongle est appelé aussi « tablette ou plaque unguéale » et il est situé au niveau de la face dorsale de la dernière phalange des doigts. Il se compose de trois parties majeures : la racine, le corps et le lit de l’ongle (Figure 1). Au niveau de la racine de l’ongle, partie cachée par un repli de peau, se trouve la matrice qui forme l’ongle par prolifération cellulaire. Les cellules formées se remplissent de kératine et constituent ainsi cette plaque semi-transparente, semidure et lisse qu’est l’ongle. Le corps de l’ongle est la partie visible de la tablette unguéale et il se termine par le bord libre, la partie dépassant la pulpe du doigt.
La tablette unguéale repose sur le lit de l’ongle et y adhère fortement. Ce lit unguéal s’étend de la lunule à l’hyponychium (102). La lunule est la partie blanchâtre en forme de croissant correspondant à la partie visible de la matrice.
Elle est surtout visible au niveau des pouces. L’hyponychium correspond au prolongement du lit de l’ongle à l’extrémité distale et c’est dans cette région que se décolle l’ongle pour former la partie libre.
Onychomycose à Candida : Onyxis avec perionyxis
Les lésions siègent surtout au niveau des ongles des mains. Le Candida pénètre d’abord le bourrelet péri unguéal, il provoque un périonyxis (fig.1). La lésion se présente comme une tuméfaction rouge douloureuse, autour de la zone matricielle à la base de l’ongle. A la pression du bourrelet péri unguéal ou même spontanément on peut voir s’écouler une sérosité qui relâche la tension est désespérément chronique avec des poussés de paronychie (fig.2) alternant avec des périodes rémissions.
L’onyxis à Candida (fig.3) fait suite habituellement au péri onyxis. Les lésions touchent au début la partie proximale pour gagner ensuite les bords latéraux et distaux de l’ongle. La tablette unguéale envahie se colore en jaune verdâtre, marron, ou même en noir au niveau des parties latérales distales. Parfois, on observe une onychopathie dans ce cas la tablette unguéale est complètement fragilisée. Elle se détache facilement du lit ou elle n’adhère pratiquement plus(1).
Onyxis à dermatophytes
Les ongles des pieds sont beaucoup plus souvent atteints que ceux des mains. L’infection se traduit d’abord par une tache blanchâtre à la base de l’ongle. Cette tache s’étend, puis la tablette unguéale se perfore éliminant de la poudre constituée de kératine et de mycélium. Cet aspect rare est observé sur un terrain immunodéprimé (1).
L’aspect clinique le plus souvent observé correspond à l’onychomycose distolatérale (fig.4), c’est-a dire un onyxis avec une atteinte du bord libre de l’ongle sous forme de tache blanche ou jaunâtre qui s’étend vers la matrice.
Les autres aspects cliniques sont moins fréquents : onychomycodystrophie totale (destruction de l’ongle) (fig.5), leuconychie superficielle (présence de taches blanches de taille variable sur la couche dorsale de la tablette unguéale (fig.6), onychomycose proximale (fig.7) (ongle attaque initialement au niveau de la matrice).
Onyxis aspergillaire
Elle se caractérise par une atteinte sous unguéale distale dans 95% des cas et par des leuconychies superficielles dans ces localisations (1).
Onyxis à Fusarium
L’ongle du gros orteil est le plus souvent touché. Il se présente comme une tache blanche (leuconychie superficielle) de la partie proximale de l’ongle associé souvent à un péri onyxis qui va s’étendre sur son bord libre. L’ongle parasité va ensuite s’épaissir et devenir friable (fig.8). Il évoluera vers une onychomycodystrophie totale. C’est l’examen histologique de l’ongle et sa culture qui permettrons le diagnostic (1).
Onyxis à Scytalidium
L’onychopathie est volontiers étendue et pigmentée, touchant tous les ongles des orteils, de façon bilatérale, avec très souvent une onychodystrophie irréversible et parfois invalidante car diagnostiquée trop tardivement (49).
Onyxis à Onyc hocola canadensis
Il se manifeste comme une onychomycose sous unguéales distales et latérales avec une décoloration jaune qui est plus typique d’une onychomycose à O.canadensis (50). Une leuconychie superficielle est aussi possible. Les ongles deviennent blanc-jaunâtres, hyperkératosiques, fragiles, friables et s’écaillent. Et des débris d’ongle s’accumulent sous le lit de celui-ci. (5 ; 46)
Onyxis à Geotrichum
Les manifestations pathologiques des géotrichoses ressemblent beaucoup aux candidoses. (7)
Onyxis à Trichosporon
Des atteintes unguéales à Trichosporon sont comparables à celles décrites par les levures à Candida mais touchant surtout les mains.
Diagnostic différentiel des onychomycoses
L’atteinte d’un grand nombre d’ongles ne doit pas suggérer en premier lieu une origine fongique mais doit plutôt évoquer une dermatose inflammatoire (psoriasis, lichen plan, pelade) ou une maladie systémique (syndrome des ongles jaunes, amyloïdose systémique primitive, etc.). Il est pertinent de songer à une onychomycose face à des altérations unguéales limitées à un ou quelques ongles.
Cependant, les diagnostics différentiels qu’il faut toujours garder à l’esprit sont les traumatismes chroniques et le psoriasis, car il s’agit d’onychopathies fréquentes qui viennent en tête des erreurs de diagnostiques. Seront également envisagées les granulations de kératine sur vernis à ongles et les paronychies chroniques qui miment respectivement une onychomycose leuconychique superficielle et une onychomycose à levures ou à moisissures. Enfin, deux tumeurs sous-unguéales fréquentes ne doivent pas être oubliées : l’exostose et lamaladie de Bowen (carcinome épidermoïde in situ).
Examen direct
Il est indispensable au diagnostic. En cas de positivité, il oriente le clinicien. Dans les onychomycoses il se fait après éclaircissement des ongles par une solution de potasse à 30%. Il peut s’agir d’autres produits comme le dimethyl sulfoxide, les acides phéniques et lactiques, le sulfure de sodium. A cet éclaircissement on peut ajouter un colorant ou un fluorochrome dans le but d’améliorer le rendement de la technique. (1)
Il permet d’observer le champignon non modifié et d’évaluer la quantité d’éléments fongiques dans le prélèvement. Il consiste d’examiner, aux différents grossissements au microscope le matériel prélevé, monté entre lame et lamelle.
Le prélèvement est étalé sur une lame dans une goutte de réactif (KOH 30%) et recouvert d’une lamelle. Un chauffage léger sur la veilleuse du bec Bunsen assure la dissociation du prélèvement et permet de très bien distingués les éléments fongiques (2).
Si présence de tubes mycéliens réguliers, segmentés et souvent divisés en cellules rectangulaires plus ou moins longues (chapelet d’arthrospores) il s’agit de dermatophytes.
Si présence de levures de 2 à 4 µ, ovales ,rondes, bourgeonnant à paroi mince, non capsulées, accompagnées ou non de pseudofilaments mycéliens de longueurs variable il s’agit d’une candidose .(3)
La présence de filaments hyalins, cloisonnés, ramifiés, sinueux, à angle aigus (45°), à diamètre constant et à paroi bien délimités (1) et la présence de têtes aspergillaires sont une forte présomption d’aspergillose si le prélèvement a été fait dans de bonnes conditions mais il faudra répéter les examens. (7)
Si présence de filaments mycéliens minces, tortueux, irréguliers, cloisonnés on est en présence de Scytalidium (1)
L’examen direct ne permet pas de distinguer un Fusarium d’un Aspergillus. La culture est nécessaire pour préciser le diagnostic de genre et d’espèce. (1)
Culture
Les cultures in vitro permettent d’identifier l’espèce de champignon potentiellement responsable. Elles facilitent l’interprétation des résultats lorsqu’elles donnent une quantification de l’agent pathogène.
Les milieux d’isolements utilisés de façon courante sont les milieux Sabouraud.
Ils contiennent les éléments nécessaires à la pousse des champignons (eau, acide aminés, sucre et vitamines): (1)
– Gélose Sabouraud + chloramphénicol pour éliminer les éléments microbiens
– Gélose Sabouraud chloramphénicol-actidione pour éliminer les éléments microbiens et les champignons contaminants particulièrement indiqués pour l’identification des dermatophytes.
On peut aussi utiliser certains milieux enrichis spéciaux permettantl’identification de certains champignons : le milieu de malt gélosé, le milieu de Borelli pour les dermatophytes, le milieu CZAPEK pour Aspergillus, le milieu au pomme de terre-carotte-bile (PCB) et le milieu Rice Agar Tween (R.A.T) pour l’identification des levures (6).
Ensemencement
On dispose les fragments de squames en 6 ou 8 points à la surface des milieux de cultures gélosés. On est ainsi à même de mieux surveiller le départ des cultures de champignons pathogènes et éventuellement de supprimer un fragment de prélèvements infectés.
On peut, si le prélèvement est particulièrement infecté, aseptiser superficiellement les squames en les trempant pendant quelques secondes dans l’alcool ou dans du lactophénol en les rinçant à l’eau. (2)
Les cultures sont incubées à 25° (25 à 30°). La lecture se fait à 24, 48h pour l’identification des levures du genre Candida , au bout de 5, 10, 15, 21 et 30 jours pour l’identification des dermatophytes.
Aspergillus sp
Ceschampignons présentent une croissance rapide sur milieu Sabouraud additionné d’antibiotiques. Si nécessaire, leur fructification stimulée par repiquage de la colonie sur gélose au malt ou sur le milieu Czapeck qui constituent un milieu de référence pour ces champignons. Enfin, les Aspergillus poussent à 22-25°C et à 35° C pour les espèces thermophiles (14).
– Examen macroscopique : On observe en 48h le développement de colonies filamenteuses plates, veloutées et blanches, puis leur pigmentation liée à la fructification apparait en 72h. La fructification est favorisée par l’utilisation des milieux plus spécifiques comme le milieu Czapek ou le milieu à l’extrait de malt.
Le test de blastèse ou test de filamentation en sérum
Ce test consiste à incuber la levure pendant 3h à 37°C dans du sérum humain. On recherche alors la production de tubes germinatifs. Il s’agit de tubes fins et sinueux, à paroi mince, émis par les blastospores. De diamètre régulier, ils sont dépourvus de constriction à la base (ne pas confondre avec un pseudo filament produit par bourgeonnement et caractérisé par la présence d’une cloison à l’émergence de la cellule fille). Il faut cependant signaler l’existence de faux négatifs (5% des souches ne produisent pas de tubes germinatifs dans ces conditions) et de faux positifs (notamment avec Candida tropicalis).
La recherche de la chlamydosporulation
Ce test consiste à repiquer la levure sur milieu à base de Tween (milieu RAT : crème de rice-agar-tween) ou de bile (milieu PCB : pomme de terrecarotte-bile). Après 24 à 48h à 20-5°C, on réalise un examen microscopique.
La mise en évidence de levures rondes ou ovales, bourgeonnantes, associées à un pseudo mycélium permettra d’affirmer le diagnostic de levure du genre Candida sensu stricto . En outre, la mise en évidence de chlamydospores terminales permettra d’affirmer l’appartenance aux espèces C. albicans /C.dubliniensis .Il faut en effet signaler que, bien qu’une production plus abondante de chlamydospores ait été rapportée pour C. dubliniensis, C.albicans et C. dubliniensis ne peuvent être différenciées formellement sur ces milieux.
Sur ces milieux, les levures anciennement classées dans le genre Torulopsis (Candida glabrata, Candida famata, …) ou appartenant au genre Trichosporon produisent des filaments mycéliens se dissociant en arthrospores.
D’autres tests physiologiques ont également été décrits. Leur intérêt est très limité aujourd’hui. Il faut cependant signaler l’étude de la sensibilité au cycloheximide et la réduction des sels de tétrazolium. La sensibilité au cycloheximide est en effet prise en compte dans certaines galeries d’identification biochimique comme la galerie ID 32 C (biomereux).
Candida tropicalis
Cette espèce fermente les sucres suivants : glucose, galactose, saccharose et maltose et ne fermente ni le lactose ni le raffinose.
Le test d’assimilation est positif pour les sucres suivants : galactose, saccharose, maltose, tréhalose et négatif pour le lactose et le raffinose. Il n’y a pas d’assimilation de nitrite de potassium. Le test de réduction du
tétrazolium est très positif. La colonie prend une couleur rouge foncée à violet.
Ce test permet de différencier C. tropicalis de C. albicans en l’absence de chlamydospores. C. tropicalis est sensible à l’actidione.
Candida guilliermondii
L’identification est basée sur les caractères physiologiques suivants :
– Fermentation sucres suivants : glucose, saccharose, raffinose.
– Assimilation des sucres suivants : galactose, saccharose, maltose, cellobiose, tréhalose et raffinose.
– Absence d’assimilation du nitrate de potassium
– Réduction du tétrazolium positive
– Réduction à l’actidione.
Les dermatophytes
Dans un certain nombre de cas, le dermatophyte peut rester non identifiable, soit parce que la souche reste stérile (elle est dite « pléomorphisée »), soit parce qu’elle présente des caractères culturaux macroscopiques ou microscopiques atypiques (18).
Devant ces difficultés, le biologiste doit avoir recours à des techniques complémentaires et à des repiquages sur des milieux spécifiques, dits « d’identification » qui favorisent la conidiogénese (formation des spores) et/ou la production d’un pigment caractéristique (18, 21). De nombreux milieux ont été mis au point, on peut citer parmi les plus fréquemment utilisés les suivants.
– Le milieu de Borelli (milieu au lactrimel), parmi les plus utilisés, stimule la fructification de la majorité des dermatophytes, notamment celle des Microsporum (M. canis, M. langeronii) et renforce la production de pigments (rouge vineux pour T. rubrum et jaune pour M. canis). D’autres milieux favorisent également la fructification des dermatophytes : milieu au Malt et eau gélosée (tous deux également utilisés pour l’identification des moisissures),gélose PDA (Potato-Dextrose-Agar), milieu de Baxter, milieu de Takashio (dit « Sabouraud dilue « )…
Les Aspergillus
L’identification se fait sur des critères morphologiques macroscopiques et surtout microscopiques.
L’examen anatomopathologique est souvent nécessaire. Il est réalisé sur toute biopsie ou produit de curetage solide. Les colorations à l’hemalium éosine safran et surtout le PAS ou au Gomori Grocott permettent de visualiser aisément les filaments mycéliens septés.
Actuellement de nombreuses études sont effectuées utilisant la technique d’amplification géniques PCR afin de détecter rapidement et de manière spécifique le génome d’un aspergillus notamment chez le patient immunodéprimé. Ces études sont réalisées directement sur les produits biologiques (1).
Les Fusarium
L’examen microscopique et macroscopique des cultures assure le diagnostic d’espèce (1).
Sur le plan morphologique, la principale confusion porte sur les Acremonium pour les espèces ne produisant pas ou peu de macroconidies sur les milieux utilisés en routine. Cependant à l’inverse des Acremonium , les colonies de
Fusarium se développent rapidement et atteignent un diamètre égal ou supérieur à 3 cm en une semaine (14).
L’examen anatomopathologie permet de visualiser le champignon à l’état parasitaire dans les tissus. Après coloration (PAS, Gomori-Grocott), on met en évidence dans les tissus pathologiques des filaments hyalins septés (1).
Les Scytalidium
L’abondance du champignon à l’isolement, un prélèvement direct positif, si possible renouvelé, et une culture pure sont les critères à rassembler qui permettront de retenir Scytalidium comme agent étiologique (49). Scytalidium hyalinum se différencie de son variant noir, par la couleur blanche de ses colonies. La différentiation est aisée avec les Geotrichum qui donnent des colonies habituellement glabres ou peu duveteuse produisent des arthrospores rectangulaires, de diamètre régulier. Enfin, il se distingue d’Onychocola canadensis par sa croissance rapide et extensive, l’aspect laineux de ses colonies et sa sensibilité au cycloheximide (16).
Onychocola canadensis
Onychocola canadensis est identifiable uniquement sur des cultures âgées (plus de trois semaines) qui montrent des chaines d’arthrospores ovalaires, branchées à angle droit sur les filaments végétatifs. Il doit être distingué des Scytalidium dont la conidiogénése s’effectue également sur le mode thallique arthrique, notamment de S. hyalinum. Toutefois, la croissance est rapide et extensive chezS. hyalinum, et il est sensible au cycloheximide.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : RAPPEL SUR LES ONYCHOMYCOSES
I. DEFINITION
II. EPIDEMIOLOGIE
II.1. Les agents pathogènes
II.1.1. Taxonomie
II.1.2. Morphologie
II.1.3. Biologie
II.1.4. Pathogénie
II.2. Mode de contamination
II.2.1. Les Candida
II.2.2. Dermatophytes
II.2.3. Aspergillus sp
II.2.4. Fusarium sp
II.2.5. Scytalidium
II.2.6. Onychocola Canadensis
II.2.7 Geotrichum
II.2.8 Trichosporon
II.3. Facteurs favorisants
II.3.1. Les Candida
II.3.2. Dermatophytes
II.3.3. Aspergillus sp
II.3.4. Fu sarium sp
II.3.5. Scytalidium
II.3.6. Onychocola canadensis
II.3.7. Geotrichum
II.3.8. Trichosporon
II.4. Répartition géographique
II.4.1. Les Candida
II.4.2. Dermatophytes
II.4.3. Aspergillus sp
II.4.4. Fusarium sp
II.4.5. Scytalidium
II.4.6. Onychocola canadensis
II.4.7 Geotrichum
II.4.8 Trichosporon
III. MANIFESTATIONS CLINIQUES
III.1. Structure anatomique de l’ongle
III.2. Onychomycose à Candida : Onyxis avec perionyxis
III.3. Onyxis à dermatophytes
III.4. Onyxis aspe rgillaire
III.5. Onyxis à Fusa rium
III.6. Onyxis à Scyt alidium
III.7. Onyxis à Onyc hocola canadensis
III.8. Onyxis à Geotrichum
III.9. Onyxis à Trichosporon
III.10. Diagnostic différentiel des onychomycoses
IV.DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE
IV.1. Prélèvement
IV.2. Examen direct
IV.3. Culture
IV.3.1 Candida
IV.3.2 Les dermatophytes
IV.3.3 Aspergillus sp
IV.3.4 Fusarium sp
IV.3.5 Scytalidium
IV.3.6 Onycholcola canadensis
IV.3.7 Geotrichum
IV.3.8 Trichosporon
IV.4. Identification
IV.4.1 Candida
IV.4.2 Les dermatophytes
IV.4.3 Les Aspergillus
IV.4.4 Les Fusarium
IV.4.5 Les Scytalidium
IV.4.6 Onychocola canadensis
IV.4.7 Geotrichum
IV.4.8 Trichosporon
V. TRAITEMENT
V.1. Onychomycoses à cand ida et autres levures
V.2. Onychomycoses à dermatophytes
V.3. Traitement des onychomycoses dues aux moisissures
V.4. Traitement des infections dues aux pseudodermatophytes
VI. PROPHYLAXIE
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL PERSONNEL
I. CADRE D’ETUDE
II. PATIENTS ET METHODES
II.1.Patients
II.2.Méthodes
II.1.1.Méthode de diagnostic mycologique
II.2.2. Méthode d’analyse
III. RESULTATS
III.1.Aspects quantitatifs
III.1.1. Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon l’année
III.1.2. Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon le mois
III.1.3. Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon la saison
III.1.4. Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon le sexe
III.1.5. Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon l’âge
III.1.6.Nombre d’examens mycologiques des ongles effectués selon les diagnostics
III.2.Aspects qualitatifs
III.2.1.Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles
III.2.2.Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles selon l’année
III.2.3. Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles selon le mois
III.2.4. Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles selon la saison
III.2.5. Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles selon le sexe
III.2.6. Pourcentage de positivité des examens mycologiques des ongles selon l’âge
III.2.7. Répartition des espèces fongiques identifiées
III.2.8.Taux de prévalence des principales espèces fongiques identifiées
III.3.Analyse des cas positifs
III.3.1.Répartition des cas positifs selon l’année
III.3.2.Répartition des cas positifs selon le mois
III.3.3.Répartition des cas positifs selon la saison
III.3.4.Répartition des cas positifs selon le sexe
III.3.5. Répartition des cas positifs selon l’âge
III.3.6.Répartition des cas positifs selon les diagnostics
III.4. Récapitulatif des cas d’onychomycoses aux différentes espèces
DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
