Développement, sélection thymique et maturation des cellules iNKT

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Transmission, tropisme et récepteurs cellulaires

L’Homme est l’hôte naturel du virus HHV-8. Chez des sujets immunocompétents, HHV-8 va établir une latence asymptomatique après la primo-infection, mais peut causer le développement de pathologies tumorales chez les sujets immunodéprimés. HHV-8 est principalement transmit par la salive (Cattani et al., 1999; de Franca et al., 2011) ou par contact sexuel (de Sanjose et al., 2009) mais il existe un risque de transmission par le sang ou les produits sanguins (Hladik et al., 2006) et par un don d’organe (Frances et al., 2009). Chez les sujets immunocompétents, le virus HHV-8 peut établir une infection persistante asymptomatique.
Dans la population générale, la séroprévalence est très variable selon l’origine géographique. On observe une séroprévalence répartie selon un gradient nord / sud. Cette séroprévalence est faible (0 à 1%) dans les pays anglo-saxons, plus importante en Italie (7 à 33%). Elle est plus élevée (20 à 50%) en Afrique sub-saharienne, en Afrique de l’est, dans le pourtour méditerranéen, au Moyen Orient et en Amérique du sud. En France, 0,5 à 1% de la population sont séropositifs pour HHV-8, mais plus de 30% chez la population homosexuelle.
Ces données restent cependant complexes quant à leur interprétation du fait de la faible sensibilité des méthodes sérologiques et de la faible réplication du virus en situation normale (peu immunogénique).
In vivo, HHV-8 a été détecté au niveau des cellules endothéliales, des cellules épithéliales, des lymphocytes B et des monocytes (Ambroziak et al., 1995; Blasig et al., 1997; Dupin et al., 1999; Pauk et al., 2000). Plusieurs études suggèrent que les lymphocytes B et les monocytes constitueraient le réservoir de l’infection latente du virus. Cependant in vitro, HHV-8 peut infecter une plus large variété de cellules telles que les fibroblastes, les kératinocytes et les cellules plasmacytoïdes dendritiques (pDCs) (Akula et al., 2003; West et al., 2011). Toujours in vitro, l’infection primaire des lymphocytes B par HHV-8 n’entraine pas une immortalisation de ces cellules et la réplication lytique est observée dans les lymphocytes B activés. Le virus possède donc un large tropisme cellulaire in vivo ou in vitro, mais les lymphocytes B sont les principales cibles pour l’établissement d’une latence virale à long terme (Ambroziak et al., 1995).
HHV- 8 pénètre dans les lymphocytes B, les fibroblastes, les cellules épithéliales et endothéliales par endocytose (Akula et al., 2003; Inoue et al., 2003; Liao et al., 2003; Raghu et al., 2009; Rappocciolo et al., 2008). L’enveloppe du virus est composée de plusieurs glycoprotéines, gB (ORF8), gH (ORF22), gL (ORF47), gM (ORF39) et gN (ORF53) (Bechtel et al., 2005), également exprimées par les autres virus du groupe Herpès. La glycoprotéine gB est la glycoprotéine majeure de l’enveloppe du virus impliquée dans l’initiation de l’attachement et dans l’entrée de HHV-8 dans sa cellule cible. La glycoprotéine gB lie également la molécule DC-SIGN (Dendritic Cell-Specific Intercellular adhesion molecule-3 Grabbing Non-integrin), exprimée par les lymphocytes B activés, constitutivement par les B de l’amygdale, par les cellules dendritiques et les macrophages, permettant ainsi l’entrée du virus (Rappocciolo et al., 2008; Rappocciolo et al., 2006). Toutefois, l’utilisation d’un anticorps anti-DC-SIGN ne bloque que partiellement l’infection par HHV-8 (Rappocciolo et al., 2008; Rappocciolo et al., 2006), ce qui suggère que d’autres récepteurs interagissent probablement comme les Héparanes Sulfates (HS) et les intégrines αVß1, aVß3 et aVß5 (Akula et al., 2002; Garrigues et al., 2008; Wang et al., 2003).

Pathologies tumorales associées à HHV-8

HHV- 8 est le dernier des membres de la famille des Herpèsvirus humains à être classifié en tant qu’oncogène direct par l’agence international de la recherche sur le cancer du fait de sa capacité à induire plusieurs pathologies tumorales. L’infection par HHV-8 est en effet impliquée dans le développement du sarcome de Kaposi (SK), du Lymphome Primitif des Séreuses (PEL) et de la Maladie de Castleman Multicentrique (MCM) (Cesarman et al., 1995; Chang et al., 1994; Gessain et al., 1996; Soulier et al., 1995)

Le Sarcome de Kaposi

Le Sarcome de Kaposi est une pathologie tumorale de tropisme principalement cutané dont la définition est histologique. Les lésions comprennent une prolifération tumorale endothéliale et fibroblastique, avec une néoangiogenèse, un œdème tissulaire, et une infiltration lympho-plasmocytaire modérée. Le virus HHV-8 est retrouvé dans 95% des cas dans les cellules fusiformes tumorales des lésions de SK, quelle que soit la forme clinique de la maladie (Dupin et al., 1999). Les gènes de latence sont majoritairement exprimés dans les lésions de SK alors que les gènes lytiques le sont faiblement (<1 à 5%). Il existe quatre formes cliniques de SK: le SK classique qui est une tumeur cutanée rare, indolente et localisée, touchant les extrémités, chez des personnes âgées, en majorité des hommes, dans le pourtour du bassin méditerranéen; le SK endémique de l’enfant et l’adulte jeune en Afrique de l’Est qui est une maladie sévère parfois disséminée; le SK post-transplantation décrite chez des greffés d’organes (rein, cœur, foie) traités par immunosuppresseurs; le SK associée au Virus de l’Immunodéficience Humaine (VIH) qui est aujourd’hui la forme la plus fréquente et un des cancers les plus fréquents de l’Afrique centrale et du Sud.

Le Lymphome Primitif des Séreuses

Le lymphome primitif des séreuses ou lymphome des cavités appartient au groupe des lymphomes non hodgkiniens de haut grade (agressif avec un mauvais pronostique) et survient principalement chez les patients immunodéprimés, tels que les patients infectés par le VIH. Il se caractérise par une effusion de liquide lymphatique dans la plèvre, le péritoine ou le péricarde, sans masse tumorale solide associée. Les analyses histologiques montrent que les cellules malignes du PEL sont plus larges que les lymphocytes et les érythrocytes normaux, et présentent des caractéristiques à la fois de lymphome immunoblastique et de lymphome à large cellules anaplastiques (Carbone et al., 2009). Les cellules malignes du PEL sont clonales à en juger par les études de réarrangement des gènes des immunoglobulines et sont définies comme étant à un stade post-germinatif, pré-plasmocytaire de la différenciation lymphocytaire B (Gaidano et al., 1999a; Jenner et al., 2003). Trente à 70 % des patients avec un PEL ont également un SK et un diagnostic antérieur de SK est un facteur de risque pour le PEL (Eltom et al., 2002). HHV- 8 est toujours présent dans les cellules malignes de PEL, où l’on retrouve son génome en de multiples copies, de l’ordre de 50 à 100 copies par cellule (Renne et al., 1996). Le profil d’expression du virus HHV-8 dans les cellules de PEL est proche de celui du SK, les gènes principalement exprimés étant ceux de la latence (Jenner et al., 2001). Enfin, dans 60 à 95 % des cas de PEL les cellules tumorales sont co-infectées par l’EBV (Cesarman and Knowles, 1999).

La Maladie de Castleman Multicentrique

La Maladie de Castleman est une maladie lymphoproliférative B rare se présentant sous deux formes cliniques : la Maladie de Castleman Localisée et la Maladie de Castleman Multicentrique. La MCM ressemble à un lymphome avec des ganglions et une splénomégalie qui évolue par poussées se résolvant spontanément mais qui rechutent toujours.
Décrite pour la première fois par Castleman et Town en 1954 (Castleman and Towne, 1954), elle a émergé avec la pandémie du VIH. Son traitement repose sur l’utilisation de chimiothérapies et son pronostic est amélioré par l’utilisation du Rituximab (anti-CD20) bien que l’évolution reste fatale dans un grand nombre de cas. De nombreuses évidences supportent la responsabilité de HHV-8 dans l’apparition de la MCM. Soulier a montré dans une série de 35 patients présentant une MCM que le virus HHV-8 pouvait être détecté par PCR dans 100% des biopsies ganglionnaires des patients infectés par le VIH et dans 50% de celles des patients non infectés par le VIH (Soulier et al., 1995). Les cellules infectées sont toutes positives pour la protéine de latence LANA du virus HHV-8 et ne sont jamais co-infectées par le virus EBV.
Sur le plan physiopathologique, les poussées de MCM sont associées à deux caractéristiques majeures: une réplication du virus HHV-8 et une augmentation du taux d’interleukine- (IL-) 6 circulant suivant la réplication virale (Oksenhendler et al., 2000) (voir paragraphe B.2.b).

Protéines impliquées dans la transformation cellulaire

Après l’infection par HHV-8, les mécanismes physiopathologiques conduisant à la transformation tumorale des cellules infectées par HHV-8 impliquent de nombreuses protéines virales, latentes ou lytiques. Le potentiel transformant des gènes viraux a été mis en évidence dans des systèmes expérimentaux artificiels (expression isolée, dans des types cellulaires distincts des tumeurs dans lesquelles ils sont naturellement exprimés, sous le contrôle de promoteurs différents de leurs promoteurs natifs). Ces approches expérimentales ne permettent toutefois pas d’apprécier réellement l’activité oncogénique de ces gènes in vivo.
À noter que l’infection expérimentale de cellules mononucléées sanguines par HHV-8 ne permet pas la transformation et que l’établissement de lignées lymphoblastoïdes infectées par HHV-8 n’est possible qu’en présence d’EBV.
De nombreuses protéines du virus HHV-8 participent également à l’échappement immunitaire, cet aspect sera traité au paragraphe III.2.

Protéines de latence

Comme les autres Herpèsvirus, HHV-8 est présent sous une forme latente dans la majorité des cellules qu’il infecte. Durant cette phase, le virus persiste dans le noyau cellulaire sous forme d’ADN circulaire épisomal (Renne et al., 1996). Seuls quelques gènes viraux sont nécessaires à ce mode de réplication (Zhong et al., 1996). Ces gènes interagissent avec le cycle cellulaire pour maintenir une infection latente et répliquer le génome viral pendant la mitose cellulaire. Dans cette forme latente peu de protéines virales sont produites, ce qui va considérablement limiter la présentation d’antigènes viraux par les cellules infectées aux lymphocytes T cytotoxiques (CTL). On dénombre 8 gènes codant pour des protéines exprimées constitutionnellement durant cette phase parfois inductible également en réplication lytique : ORF71/v-FLIP, ORF73/v-Cyclin, ORF73/LANA, K12/Kaposines, K10/v-IRF4/LANA-2, K11.1/v-IRF-2, K15 et K16. À noter que la protéine LANA est exprimée dans toutes les cellules infectées et de manière constitutive dans les 3 pathologies tumorales associées à HHV-8 que sont le SK, le PEL et la MCM (Dupin et al., 1999; Katano et al., 2000; Parravicini et al., 2000; Rainbow et al., 1997).
Au total, les protéines de latence vont agir de façon conjointe pour conduire à la pathogenèse de HHV- 8 en favorisant la latence, fournissant des conditions favorables à la croissance, et en empêchant l’apoptose des cellules infectées.

LANA

La protéine LANA, codée par le gène ORF73, est la protéine majeure de latence du virus. C’est un homologue fonctionnel de la protéine de latence EBNA-1 de l’EBV qui comme elle permet le maintien du virus dans la cellule infectée au cours de ses divisions successives. Ainsi, par le recrutement des composants de la machinerie cellulaire elle permet la réplication des épisomes au cours de la phase S et assure leur persistance par leur attachement aux chromosomes de la cellule hôte (Barbera et al., 2004; Barbera et al., 2006). LANA est la seule protéine virale indispensable au maintien des épisomes de HHV-8 dans les cellules infectées.
Cette protéine joue également un rôle important dans l’immortalisation des cellules infectées. Il a été montré que la protéine LANA augmente l’expression de la télomerase augmentant ainsi la durée de vie de la cellule infectée (Verma et al., 2004).
LANA possède également des propriétés anti-apoptotique. Elle est capable de s’associer au gène codant le facteur de transcription p53, réparateur de l’ADN cellulaire et pro-apoptotique en situation de dommage cellulaire, et d’inhiber son activité transcriptionnelle. Son expression protège les cellules de la lignée humaine d’ostéosarcome SaOS2 (déficiente en p53) de l’apoptose induite par la transfection du gène p53. De façon similaire, elle confère aux fibroblastes murins NIH-3T3 et aux cellules de la lignée de PEL BCBL1 une résistance à l’apoptose (p53-dépendante) provoquée par l’irradiation-γ (Friborg et al., 1999).
Par ailleurs, toujours dans des modèles in vitro, l’expression de LANA joue un rôle important dans l’induction de la prolifération/transformation de la cellule infectée. Elle stimule l’entrée en phase S en agissant sur la voie pRb/E2F. Cet effet s’exerce de façon directe par son interaction avec la protéine du rétinoblastome (pRb) qui réprime la transcription génique E2F-dépendante (Radkov et al., 2000). L’inhibition de pRB, induit la libération de E2F et initie la transcription de gènes impliqués dans la synthèse d’ADN tels que la DNA polymerase ou la thymidine kinase. Par ailleurs, par son interaction avec de multiples facteurs de transcription (dont Sp1, c-Jun et c-Myc), LANA se comporte comme un modulateur transcriptionnel, perturbant l’expression de nombreux gènes cellulaires (Bubman et al., 2007). De plus, LANA en coopération avec l’oncogène Hras est capable de transformer des cellules embryonnaires primaires de rat dans un modèle de co-transfection, mais à elle seule, la protéine LANA est dépourvue de propriétés transformantes (Radkov et al., 2000).
In vivo, dans un modèle de souris transgéniques qui expriment de manière constitutive la protéine LANA dans les lymphocytes B, les souris ont une splénomégalie, une hyperplasie des follicules lymphoïdes et une expansion monoclonale des lymphocytes B matures. Chez ces animaux, la formation de centres germinatifs est accrue en l’absence de stimulation antigénique, et l’incidence des lymphomes s’en retrouve augmentée (Fakhari et al., 2006).

v-Cycline

La v-Cycline est une protéine de latence codée par le gène viral ORF72. Cette protéine partage des analogies de séquence (32%) et des homologies de fonction avec la Cycline D2 cellulaire. Son rôle est donc essentiellement d’induire la prolifération de la cellule infectée. Elle interagit avec la kinase cellulaire Cdk6 (Cyclin-dependent kinase 6) pour l’activer (Chang et al., 1996; Li et al., 1997) et permettre la dérégulation du cycle cellulaire. Ainsi, le complexe Cdk6-v-Cycline assure la phosphorylation et l’inactivation de différentes protéines telles que, la protéine du rétinoblastome pRB une protéine suppressive de tumeur impliquée dans l’inhibition de l’entrée de la cellule en phase S (voir ci-dessus), p27 qui est la protéine inhibitrice des Cdk-Cyclines dont l’expression provoque l’arrêt du cycle cellulaire en phase G1, et la protéine anti-apoptotique Bcl-2 (Ellis et al., 1999; Godden-Kent et al., 1997; Ojala et al., 2000).
De façon intéressante, les souris transgéniques pour v-Cycline, développent un lymphome dont les cellules sont déficientes en p53 (Verschuren et al., 2004). Le développement du lymphome observé chez ces souris s’explique par le fait que la v-Cycline peut aussi en bloquant Cdk9, arrêter la phosphorylation de p53 et donc lever l’arrêt du cycle cellulaire (Chang and Li, 2008).

v-FLIP

La protéine v-FLIP (viral FLICE inhibitory protein) ou K13 possède une homologie avec la caspase 8 et avec les protéines anti-apoptotiques cellulaires FLIPS et FLIPL. De fait, son expression a un effet anti-apoptotique dans la cellule infectée. Cet effet s’exerce de façon indirecte, par son interaction avec FADD qui empêche le récepteur de mort CD95 d’activer la caspase 8 (Thome et al., 1997), et de façon directe, en se liant à la caspase 8 (FLICE) empêchant son clivage et son activation (Belanger et al., 2001). De plus, elle active de façon constitutive la voie de signalisation NFκB, en interagissant avec les sous-unités régulatrices du complexe enzymatique IKK (les kinases IKα et IKß), avec RIP et avec le complexe NEMO (Liu et al., 2002; Matta et al., 2003) et augmente la survie cellulaire. L’inhibition de l’expression de v-FLIP par ARN interférence réduit fortement l’activité de NFκB et provoque l’apoptose des lignées de PEL.
Des études in vivo, montrent que les souris transgéniques pour v-FLIP, ont une activation constitutive de NFκB dans différents tissus lymphoïdes et peuvent développer un lymphome ou des tumeurs dérivées des lymphocytes B (Ahmad et al., 2010; Ballon et al., 2011; Chugh et al., 2005).

Kaposines

Les protéines Kaposines A, B et C, codées par le gène K12, sont exprimées dans la majorité des cellules fusiformes de Kaposi et possèdent des propriétés transformantes. La Kaposine B est directement impliquée dans la reprogrammation des cellules endothéliales infectées par HHV-8. Une étude montre que la Kaposine B empêche la dégradation de l’ARNm en activant directement la kinase MK2, cible de la voie de signalisation p38/MK2 impliquée dans la stabilisation des ARNm cellulaires (McCormick and Ganem, 2005, 2006). Plus récemment, Yoo et al ont montré dans le même modèle, que la Kaposine B permet en particulier la stabilisation de l’ARNm codant pour PROX1, une protéine régulatrice de la différentiation des cellules endothéliales. L’augmentation de l’expression de PROX1 induit une reprogrammation des cellules endothéliales vasculaires qui acquièrent environ 70% de l’identité moléculaire spécifique des cellules endothéliales du système lymphatique associé à une diminution de l’expression des gènes vasculaires (Yoo et al., 2010). Cette différenciation vers la lymphangiogénèse favoriserait la persistance virale.
De plus la Kaposine B stabilise les ARN contenant des AREs (AU-rich elements) et jouait donc un rôle dans la production de cytokines pro-inflammatoires (McCormick et Ganem 2005).
La Kaposine A induit l’activation de la voie de signalisation ERK/MAPK et participe également à la transformation cellulaire (Kliche et al., 2001).

micro-ARNs

Les micro-ARNs sont des petits ARN non codants d’environ 22 nucléotides régulant l’expression des gènes de façon post-transcriptionnelle. HHV-8 est capable d’exprimer 24 21 micro-ARNs matures pendant la phase de latence codés par 12 pre-micro-ARNs (Pfeffer et al., 2005; Samols et al., 2005; Sullivan et al., 2006). L’expression de ces 24 micro-ARNs matures a été détectée dans toutes les cellules infectées par HHV-8 (Cai et al., 2005). Dans deux études, les auteurs ont analysé l’expression des pré-micro-ARNs d’HHV-8 dans des échantillons de biopsies de patients SK, PEL et dans des lignées immortalisées de PEL. Ces études montrent que ces pré-micro-ARNs de HHV-8 sont plus abondamment exprimés dans les échantillons des patients que dans les lignées de PEL et que leurs séquences sont très conservées entre les patients (Marshall et al., 2007; O’Hara et al., 2009).
Un nombre important d’ARNm cellulaires ou viraux ciblés par les micro-ARNs d’HHV- 8 a été identifié. Les cibles de ces micro-ARNs sont impliquées dans différents processus cellulaires et viraux incluant la maintenance de la latence virale, l’échappement au système immunitaire, le cycle cellulaire, la survie, la prolifération cellulaire et l’apoptose.
HHV-8 code pour miR-K12-1 qui est capable de prévenir l’arrêt du cycle cellulaire en le liant directement à p21, protéine inhibitrice des Cdk-Cyclines, pour permettre la prolifération cellulaire (Gottwein and Cullen, 2010). HHV-8 peut aussi initier la transformation des lymphocytes B par l’expression de miR-K12-11, qui est un orthologue de miR-155, un micro-ARN oncogénique impliqué dans la différenciation des lymphocytes B (Boss et al., 2011; Gottwein et al., 2007; Skalsky et al., 2007). Le miR-K12-10 a un effet anti-apoptotique en inhibant la voie de signalisation de l’apoptose associée au TGF-ß (Lei et al., 2012). De plus, dans des cellules transfectées par miR-K12-10 ou dans des cellules de novo infectées par HHV-8 on observe une diminution de l’expression de TWEAKER (TNF-like weak inducer of apoptosis receptor). La diminution de l’expression de TWEAKER a pour effet de prévenir l’apoptose et la production de cytokines pro-inflammatoires (Abend et al., 2010). Enfin, il a été démontré que les miR-K12-1, miR-K12-3 et miR-K12-4-3p peuvent diminuer l’expression de la caspase 3 et ainsi inhiber l’apoptose (Suffert et al., 2011).

Régulation transcriptionnelle de la lymphopoïèse B

La différenciation centrale des lymphocytes B est orchestrée par interventions séquentielles de différents facteurs de transcription. Au cours de cette différenciation lymphocytaire, les facteurs de transcription, en se fixant sur différents promoteurs et activateurs, sont impliqués dans l’engagement des précurseurs lymphoïdes dans la lignée B, ainsi que dans la quiescence, la survie et la mort des progéniteurs B. Selon le stade de différenciation certains facteurs sont prépondérants. La différenciation de CSH en progéniteurs lymphoïdes communs ou CLP (pour common lymphoid progenitors) constitue la première étape de la lymphopoïèse. La seconde étape qui correspond à la différenciation des CLP en cellules pro-B, est régulée par l’expression des facteurs de transcription E2A (Bain et al., 1994), qui régulent l’expression des gènes codant pour les recombinases RAG-1 et RAG-2, de l’hétérodimère Igα/Igβ et de la pseudo chaine légère résultant de l’association des produits de gènes λ5 et VpréB (Melchers, 2005). Les gènes E2A régulent également l’expression du facteur de transcription EBF (Early B-cell factor) dont l’expression est importante pour l’engagement des précurseurs dans la voie de différenciation en lymphocytes B (Hagman and Lukin, 2006). Pax-5 (Paired box protein 5) est le dernier facteur de transcription essentiel à la différenciation des CLP en lymphocytes B immatures. Sa fonction est de réprimer l’expression des gènes non-B et il est ainsi fortement associé à l’identité lymphocytaire B.

Genèse du récepteur à l’antigène des lymphocytes B

Le développement des lymphocytes B est orchestré par des remaniements séquentiels des gènes et segments de gènes codant pour les molécules des immunoglobulines. Les réarrangements successifs sur le locus de la chaîne lourde (jonction d’un segment D avec un segment J puis d’un segment V avec les segments DJ) permettent la synthèse d’une chaîne lourde µ intracytoplasmique si les segments VDJ sont en phase de lecture correcte dans les lymphocytes pro-B. Le pré-BCR constitué de la chaîne lourde µ associée à la pseudo-chaîne légère constituée de l’association de deux protéines λ5 et VpréB, et d’un hétérodimère Igα/Igβ (ou CD79a/b) est alors exprimé à la surface des lymphocytes pré-B permettant le passage au stade ultérieur de la différenciation. L’expression du pré-BCR permet le processus d’exclusion allélique qui bloque le réarrangement de chaîne lourde sur le second allèle. Elle permet également de fournir un signal de survie à la cellule. Lors de la transition vers le stade “petite cellules pré-B” l’expression de λ5 est perdue (Grawunder et al., 1995; Reth and Wienands, 1997). À ce stade les gènes des chaînes légères sont à leur tour réarrangés en débutant au locus Igκ. Si aucun réarrangement productif sur les deux allèles ne s’est produit, ils se font au locus Igλ (Schebesta et al., 2002). Le réarrangement VJ permet la production d’une chaîne légère qui remplace la pseudo chaîne légère et l’expression d’une IgM de surface conférant au lymphocyte sa spécificité de reconnaissance de l’antigène. Cette IgM de surface caractérise le stade B immature. Les lymphocytes immatures subissent un processus de sélection négative au cours duquel ceux possédant des immunoglobulines membranaires spécifiques pour les antigènes du soi sont éliminés, étape nécessaire à l’établissement de la tolérance B aux antigènes du “soi”.
En plus de l’exclusion allélique, une exclusion isotypique a également lieu, afin que le lymphocyte B n’exprime qu’une seule chaîne légère soit κ soit λ. Chez l’homme, comme les réarrangements de la chaîne légère κ ont lieu avant les réarrangements de la chaîne légère λ, il y a plus de lymphocytes B qui expriment une chaîne légère κ. La distribution moyenne des lymphocytes B κ ou λ est approximativement de 65% / 35%. Un déséquilibre de ce ratio est indicatif d’une lymphoprolifération pathologique, reflétant la dominance d’un clone (Bhatt and Damania, 2012). Les lymphocytes qui survivent à ces étapes, quittent la moelle osseuse pour se rendre dans les zones B des organes lymphoïdes secondaires.

Les sous-populations de B naïves

Dans les zones B des organes lymphoïdes secondaires, les lymphocytes B immatures vont subir une sélection périphérique ou éducation splénique. Dans la zone marginale de la rate, les interactions BCR-antigènes spléniques du soi vont déterminer si un lymphocyte B va se différencier en lymphocyte B folliculaire conventionnel impliqué dans les réponses humorales dépendantes des lymphocytes T ou en en lymphocyte B de la zone marginale impliqué dans les réponses humorales T indépendantes. Ainsi, les lymphocytes B naïfs peuvent être classés en 2 sous-populations majeures, les lymphocytes B folliculaires et les lymphocytes B de la zone marginale. Une sous-population supplémentaire, les lymphocytes dit B-1, a surtout été décrite chez la souris et l’équivalent humain de ces cellules fait encore l’objet d’un débat (Montecino-Rodriguez et al., 2006). Les lymphocytes B-1 représentent une faible fraction des lymphocytes B totaux (5%) et jouent un rôle prédominant dans l’immunité des muqueuses et la production d’IgA sur un mode thymo-indépendant. Dans cette partie nous ne nous intéresseront q’aux lymphocytes B folliculaires et aux lymphocytes B de la zone marginale humains.

Lymphocytes B folliculaires

Les lymphocytes B folliculaires naïfs représentent 80% des lymphocytes B de la rate adulte et possèdent la capacité de coloniser les ganglions lymphatiques. Après activation par leur rencontre avec l’antigène, les lymphocytes B folliculaires peuvent soit se différencier rapidement de manière thymo-indépendante, c’est-à-dire sans avoir recourt à la coopération des lymphocytes T pour induire une réponse anticorps, en plasmocytes IgM à courte durée de vie (Cariappa et al., 2005) ; soit mettre en place une réponse humorale thymo-dépendante en formant des centres germinatifs où ils subissent les processus d’hypermutation somatique et de commutation isotypique (voir paragraphe II.3.a), avant de se différencier en lymphocytes B mémoires ou en plasmocytes à longue durée de vie.
Phénotypiquement les lymphocytes B folliculaires sont caractérisés par l’expression de CD23 et de l’IgD (forte), du récepteur du complément de type II CD21 (intermédiaire), de l’IgM (faible) et par l’absence des marqueurs CD11b et CD5.

Lymphocytes B de la zone marginale

Les lymphocytes B de la zone marginale sont spécialisés dans la réponse aux antigènes thymo-indépendants véhiculés par voie sanguine et représentent 10 à 15% des les organes lymphoïdes secondaires et du sang circulant. La vascularisation très riche de la zone marginale splénique, localisée entre le sinus marginal et la pulpe rouge, la place dans une position favorable pour drainer les antigènes et pathogènes véhiculés par le sang. Les lymphocytes B de la zone marginale sont capables de se différencier très rapidement en plasmablastes extrafolliculaires en réponse aux antigènes thymo-indépendants. Leur action est essentielle puisque ces cellules vont constituer la première ligne de défense contre certains micro-organismes comme les bactéries encapsulées. Cependant, il existe probablement une plasticité fonctionnelle des lymphocytes B de la zone marginale qui leur permettrait, lorsque les circonstances l’exigent, de répondre également à des antigènes thymo-dépendants (Phan et al., 2005; Song and Cerny, 2003).
Les lymphocytes B de la zone marginale agissent également comme cellules présentatrices d’antigènes glycolipidiques aux cellules iNKT (invariant natural killer T cells) grâce à leur forte expression de CD1d, une molécule apparentée aux molécules du CMH de classe I (Cinamon et al., 2008; Zietara et al., 2011).
Phénotypiquement les lymphocytes B de la zone marginale sont caractérisés par une forte expression du CD21 et des IgM associée à une faible expression du CD23 et des IgD (Spencer et al., 1998). Ces cellules expriment le marqueur mémoire CD27 mais n’ont pas subi la commutation de classe. Les lymphocytes B de la zone marginale ont des mutations somatiques dans les régions variables des gènes des immunoglobulines, le groupe de JC Weill suggèrent qu’elles pourraient être la signature d’un processus de diversification du répertoire par hypermutations non initiées par la reconnaissance antigénique (Weller et al., 2004).

Les réponses immunes B

Les antigènes sont divisés en deux grands groupes en fonction de leur nature physico-chimique, dictant elle-même la nature des coopérations cellulaires permettant d’aboutir à une réponse anticorps. On distingue ainsi les antigènes thymo-dépendants et les antigènes thymo-indépendants.

Les réponses B thymo-dépendantes de type I

Les antigènes thymo-dépendants sont majoritairement de nature protéique. La notion de collaboration entre les lymphocytes T et les lymphocytes B pour l’induction d’une réponse anticorps effective remonte au début des années 70, en particulier avec les travaux de Gershon et Kondo montrant que l’absence de lymphocytes T chez des souris athymiques abolie la réponse anticorps contre un antigène protéique (Gershon and Kondo, 1970).
La mise en place de cette réponse humorale contre les antigènes thymo-dépendant nécessite la coopération de partenaires cellulaires : les lymphocytes T CD4 spécialisés, appelés lymphocytes T CD4 folliculaires helper (TFH), les lymphocytes B spécifiques qui reconnaissent par leur BCR les peptides antigéniques présentés par les CMH de classe II exprimées par les cellules présentatrices de l’antigène (CPA). Elle a lieu dans deux sites distincts : la zone T où a lieu la réaction extra-folliculaire et les follicules où se développe la réaction du centre germinatif.
Les lymphocytes TFH sont caractérisés par l’expression des facteurs de transcription Bcl-6 et c-Maf (Kroenke et al., 2012), par l’expression de protéines membranaires nécessaires à leur développement et leur activité ICOS, CXCR5, CXCR4, CD40L, SAP et PD-1 (programmed cell ceath protein 1) et par la sécrétion de cytokines, pour revue (Crotty, 2011; Vinuesa et al., 2005). La différentiation des lymphocytes TFH se fait à partir des lymphocytes T naïfs qui reconnaissent les peptides antigéniques présentés par les molécules de classe II exprimées par les cellules dendritiques. En amont, les cellules dendritiques ont capturé l’antigène et ont subi des changements morphologiques, phénotypiques et fonctionnels. Elles expriment des molécules de costimulation (CD40, CD80 et CD86) et le récepteur de chimiokine CCR7 lui leur permettra de migrer vers les organes lymphoïdes secondaires pour rencontrer les lymphocytes T naïfs. Les antigènes thymo-dépendants sont dégradés en peptides par la voie endosomale. Ils sont alors chargés sur les molécules du CMH de classe II. L’interaction entre le CMH II/peptide et le récepteur des lymphocytes T (TCR : T cell receptor) d’un clone T spécifique de l’antigène conduit à l’activation de ce dernier en TFH.
La réaction extra folliculaire: Dans les organes lymphoïdes secondaires, à l’interface entre les zones T et B, les lymphocytes B ayant capturé l’antigène interagissent dans le contexte CMH-II/peptide-TCR, puis CD40/CD40L, avec les lymphocytes TFH spécifiques de l’antigène. Ces évènements, associés à la production de cytokines par les lymphocytes T, induisent la prolifération des lymphocytes B ainsi que le mécanisme de commutation isotypique. Ce mécanisme permet de modifier l’isotype de la chaine lourde de l’immunoglobuline (fragment constant) afin de l’adapter au mieux au rôle effecteur nécessaire, chaque classe d’Immunoglobuline ayant des propriétés fonctionnelles différentes. Le domaine variable demeure inchangé à ce stade. Cette commutation de classe est donc associée à une perte d’expression des IgM et des IgD et à l’expression d’un autre isotype (IgA, IgE, IgG).
La réaction du centre germinatif: Le centre germinatif constitue un microenvironnement dynamique au sein duquel les lymphocytes B subissent le processus de maturation d’affinité des anticorps. Ce processus est sous le contrôle de l’enzyme AID (Activation-Induced cytidine Deaminase) qui est exclusivement exprimée dans le centre germinatif (Honjo et al., 2002). AID introduit des mutations ponctuelles et aléatoires dans l’ADN, principalement dans les régions codant pour les domaines variables des gènes des immunoglobulines. L’affinité du BCR pour l’antigène va être ainsi modifiée (Victora et al., 2010), c’est le processus d’hypermutations somatiques.
La réaction du centre germinatif est caractérisée par l’enchaînement de ce processus de mutations et du processus de sélection des clones B exprimant un BCR muté de forte affinité grâce aux cellules folliculaires dendritiques. Ces deux processus se déroulent respectivement dans la zone sombre et dans la zone claire des centres germinatifs les lymphocytes B hyper affins ainsi sélectionnés poursuivent leur différentiation en plasmocytes ou en cellules B mémoires à longue durée de vie.

Les réponses B thymo-dépendantes de type II

La réponse humorale thymo-dépendante de type II requiert une collaboration entre les lymphocytes B et les cellules iNKT (exprimant un TCR invariant voir paragraphe IV.A) (Barral et al., 2008; Leadbetter et al., 2008). Contrairement aux lymphocytes T CD4 ou CD8 conventionnels qui reconnaissent un peptide présenté par une molécule du CMH de classe II ou I respectivement, les cellules iNKT reconnaissent des glycolipides ou des phospholipides présentés par la molécule CD1d (Venkataswamy and Porcelli, 2010). La molécule CD1d est exprimée par de nombreuses cellules myéloïdes et par les lymphocytes B.
L’utilisation de l’antigène modèle α-Galactosyl Céramide (α-GalCer) a permis de montrer que les cellules iNKT CD4 peuvent adopter les caractéristiques phénotypiques et fonctionnelles des lymphocytes TFH, par leur expression du facteur de transcription Bcl-6 et des molécules CXCR5, PD1, BTLA, CD28 et SAP, et par leur capacité à induire la maturation des cellules B via leur expression du CD40L et leur sécrétion d’IL21 (Chang et al., 2011; Detre et al., 2012; Leadbetter et al., 2008). La réponse humorale pilotée par les cellules iNKTFH induit une maturation de l’affinité du BCR plus restreinte comparativement aux réponses thymo-dépendantes conventionnelles et ne conduit pas à l’émergence de lymphocytes B mémoires ou de plasmocytes (Chang et al., 2011; King et al., 2011; Tonti et al., 2012).
Les cellules iNKT fournissent aux lymphocytes B aussi bien de l’aide innée (dite directe, sans besoin de sensibilisation par un antigène) qu’adaptative (dite indirecte avec sensibilisation par un antigène) (Vomhof-DeKrey et al., 2014). Dans le cadre de l’aide innée, elles interagissent directement avec la molécule CD1d de la cellule B présentatrice de l’antigène. Une fois activées, elles régulent la costimulation moléculaire, incluant CD40L, et libèrent des quantités considérables de différentes cytokines Th1 ou Th2 (Figure 5A). Galli et al. ont été les premiers à démontrer que les cellules iNKT participaient à la maturation des lymphocytes B. Chez l’homme, ils montrent que les cellules iNKT induisent in vitro l’expansion de lymphocytes B purifiés naïfs et mémoires et entrainent leur sécrétion d’IgM et d’IgG et ce de façon dépendante de la molécule CD1d (Galli et al., 2003). Les cellules iNKT qui interviennent dans l’aide directe aux lymphocytes B adoptent un phénotype similaire à celui des TFH et sont ainsi définies comme des cellules iNKTTH. Ces cellules sont localisées à la frontière entre la zone T et la zone B, et dans les centres germinatifs (Chang et al., 2011). Enfin, les réponses lymphocytaires B dirigées de manière directe par les cellules iNKTTH induisent une maturation de l’affinité du BCR plus restreinte que lors d’une réponse thymo-dépendante conventionnelle et ne conduisent pas à l’émergence de lymphocytes B mémoires (Chang et al., 2011; King et al., 2011).

Les lymphocytes B mémoires

Les lymphocytes B mémoires sortent du centre germinatif et vont rejoindre la circulation sanguine et les tissus. Le BCR exprimé sur ces lymphocytes B mémoires présente une très forte affinité pour un antigène donné, expriment les isotypes IgG, IgM, IgA ou IgE et ne secrètent pas d’anticorps. Les lymphocytes B mémoires sont capables de persister à l’état quiescent sans proliférer, de plusieurs mois à plusieurs dizaines d’années chez l’homme, pour revue (Kurosaki et al., 2015). Ils ont la faculté de répondre très rapidement à des pathogènes en présentant rapidement et efficacement l’antigène aux lymphocytes T lors d’une réponse secondaire puis en se différenciant en plasmocytes.

La différentiation plasmocytaire

Les plasmocytes sont les cellules effectrices de la réponse immunitaire humorale par la production et la sécrétion d’anticorps. Leur durée de vie dépend des signaux reçus lors de la stimulation antigénique. Les plasmocytes passent par un stade « transitoire » de plasmablastes : ce sont des cellules en cycle avec des propriétés migratoires qui expriment une immunoglobuline de surface alors que les plasmocytes ne sont plus circulants, ne divisent plus et ont perdu leur immunoglobuline. Les plasmocytes sont des médiateurs à longue durée de vie de l’immunité humorale. La différenciation terminale des lymphocytes B est un processus gouverné par un réseau de gènes régulateurs et par les stimulations de l’environnement.

Rôle des Cytokines

In vitro, des agonistes du BCR et du CD40 ne sont pas suffisant pour se substituer aux lymphocytes T pour permettre la différentiation en plasmocytes. En effet, les lymphocytes T fournissent un 3ème signal, distinct du ligand du CD40, permettant d’induire la différenciation plasmocytaire. Ce signal est délivré par les différentes cytokines.
L’IL21, produite majoritairement par les lymphocytes T CD4 et les iNKT après leur polarisation en TFH induit la commutation isotypique et l’expression de facteurs de transcription impliqués dans la différenciation plasmocytaire (Avery et al., 2008; Ettinger et al., 2005; Pene et al., 2004). L’IL6 en synergie avec les IFN de type I produits entre autres par les cellules dendritiques plasmacytoïdes, jouent également un rôle dans la différenciation des plasmocytes et la production d’immunoglobulines (Jego et al., 2003). L’IL10 induit la différenciation plasmocytaire de lymphocytes B humains préalablement activés par l’engagement du CD40 et/ou du TLR9, sur un mode paracrine ou autocrine (Rousset et al., 1992). La p28/Cytokine-like factor-1 produite par les cellules présentatrices d’antigènes permet également la différenciation plasmocytaire en activant la voie STAT3 et induit la commutation isotypique (Tormo et al., 2013). Les cytokines BAFF et APRIL participent la différenciation plasmocytaire lors d’une réponse humorale aux antigènes thymo-indépendants et induisent la commutation isotypique (Avery et al., 2003). Enfin, CXCL10 permet la différenciation plasmocytaire en activant la voie STAT3 (Xu et al., 2012).

La régulation transcriptionnelle

La différentiation des lymphocytes B en plasmocytes dépend d’un réseau de facteurs de transcription et de répresseurs transcriptionnels. Il existe 4 acteurs transcriptionnels majeurs de la différentiation plasmocytaire : Pax-5, Blimp-1, Bcl-6 et XBP-1. L’identité plasmocytaire s’établie chronologiquement lorsque l’expression des régulateurs transcriptionnels de l’identité B est réprimée et que l’expression de ceux de l’identité plasmocytaire est induite (Figure 6), et ci-dessous en revue chronologique.
Pax-5 est le gardien de l’identité lymphoïde B. Il est exprimé tout au long du développement des lymphocytes B (Fuxa and Busslinger, 2007), et son expression est requise pour l’engagement des progéniteurs dans la lignée B (Nutt et al., 1999). Dans les lymphocytes B immatures, Pax-5 régule l’expression des composants du BCR, de CD19 et CD21, et des facteurs de transcription IRF4 (interferon-regulatory factor 4), IRF8, Bach-2 et SPIB (Pridans et al., 2008; Schebesta et al., 2007). De fait, l’expression de Pax-5 doit être réprimée pour permettre la différenciation des lymphocytes B en plasmocytes. En effet, l’invalidation de son expression va induire l’émergence d’un phénotype plasmablastique caractérisé par une augmentation de l’expression des facteurs de transcription Blimp-1 et XBP-1 (Nera et al., 2006).
Bach-2 est un répresseur transcriptionnel exprimé au cours du développement des lymphocytes B et son expression est sous le contrôle positif de Pax-5 (Schebesta et al., 2007). Bach-2 ne joue pas un rôle direct dans la différenciation en lymphocytes B matures, cependant, sa cible principale est Blimp-1 qu’il réprime (Muto et al., 2010). Ainsi, en absence de l’expression de Bach-2, la formation de lymphocytes B matures est quand même normale, mais lorsque ces cellules sont activées, Blimp-1 est exprimé de manière prématurée ce qui augmente leur potentiel de différenciation en plasmocytes après leur exposition à l’antigène (Kometani et al., 2013). Bcl-6 est un répresseur transcriptionnel très fortement exprimé par les lymphocytes B du centre germinatif et son expression est indispensable à la formation des centres germinatifs (Basso and Dalla-Favera, 2012). L’expression de Bcl-6 est régulée positivement par le facteur de transcription IRF8 (Lee et al., 2006) et négativement par les facteurs de transcription IRF4 et Blimp-1 (Cimmino et al., 2008; Saito et al., 2007). La perte de l’expression de Bcl-6 est nécessaire pour que les cellules du centre germinatif se différencient en plasmablastes. IRF4 est essentiel pour les réponses B, telles que la commutation isotypique et la formation de centres germinatifs, et la différentiation plasmocytaire. Il participe à la différentiation plasmocytaire en inhibant directement l’expression de Bcl-6 et en induisant l’expression de Blimp-1 (Sciammas et al., 2006; Shaffer et al., 2008). Blimp-1 est un répresseur transcriptionnel qui conduit à la différentiation terminale des lymphocytes T et B, pour revue (Nutt et al., 2007). Au cours de la différentiation B, Blimp-1 est exprimé exclusivement dans les cellules plasmocytaires, pour revue (Shapiro-Shelef and Calame, 2005). Son expression dans les lymphocytes B est suffisante pour induire la différenciation de ces cellules en plasmocytes en induisant un arrêt du cycle cellulaire et la mise en route d’un programme de sécrétion des immunoglobulines (Knodel et al., 2001). Pour cela, il réprime des gènes Pax-5 et Bcl-6. Enfin, XBP-1 (X-box binding protein 1) est un facteur de transcription qui est fortement exprimé par les plasmocytes. Dans les lymphocytes B, Pax-5 inhibe l’expression de XBP-1, et la régulation négative de l’expression de Pax-5 au cours de la différentiation plasmocytaire contribue à l’activation de l’expression de XBP-1 (Reimold et al., 1996). L’inactivation du gène codant pour XBP-1 dans les lymphocytes B ne semble pas affecter la formation de cellules plasmocytaires (Taubenheim et al., 2012; Todd et al., 2009). Cependant, l’expression de XBP-1 est indispensable à la fonction sécrétrice des plasmocytes en contrôlant directement l’expansion du réticulum endoplasmique. L’expression de XBP-1 induit une augmentation de la taille de la cellule et l’augmentation de la synthèse de protéique, caractéristique des plasmocytes (Shaffer et al., 2004).

Les lymphocytes B sous l’influence de l’infection par l’EBV

Lorsqu’un lymphocyte B naïf folliculaire interagi avec un antigène, il est activé et prolifère. Le lymphocyte B activé rentre dans le follicule, se multiplie et forme le centre germinatif. À ce stade, la survie des lymphocytes B activés dépend de leur capacité à recevoir les signaux de survie grâce à leurs interactions avec les cellules dendritiques folliculaires et avec les lymphocytes T helper. De la même manière, l’infection des lymphocytes B par l’EBV va avoir pour conséquence d’activer ces cellules et de les faire proliférer suite à l’expression des gènes de latence du virus (Babcock et al., 2000; Price and Luftig, 2015). Ainsi, l’expression des protéines virales LMP-1 et LMP-2 mime les signaux de survie normalement procurés par les interactions avec l’antigène et les lymphocytes T helper et permet aux cellules B infectées de se différencier en cellules B mémoires au sein de centres germinatifs. LMP-1, considérée comme l’oncogène majeur de l’EBV, mime le récepteur CD40 et active la voie de signalisation NFκB (Kilger et al., 1998). Contrairement aux récepteurs cellulaires dont l’activation dépend d’un ligand agoniste, LMP-1 est constitutivement active, pour revue (Kuppers, 2003). La protéine virale LMP-2A se distingue par la présence des motifs ITAM similaire à ceux du BCR. Cette protéine confère un signal de survie aux lymphocytes B, leur permettant d’échapper à l’apoptose en l’absence de sélection dans les centres germinatifs (Caldwell et al., 1998). De plus, LMP-2A a un rôle dans la résistance à l’apoptose qui serait lié à sa capacité́ à induire lavoie de signalisation de la PI3K (Caldwell et al., 1998). Enfin, LMP-2A peut également activer l’oncogène RAS de façon constitutive, favorisant ainsi la prolifération et la survie des lymphocytes B (Portis and Longnecker, 2004).
Au total, l’EBV après avoir infecté les lymphocytes B naïfs induit leur prolifération et leur différenciation en lymphocytes B mémoire, pour revue (Kuppers, 2003).
Le lymphocyte B infecté quitte ensuite les follicules en tant que lymphocyte B mémoire et rejoint la circulation périphérique. À partir de là, plus aucune protéine virale n’est exprimée ce qui permet au virus d’échapper au système immunitaire et de persister dans l’organisme. Lors de la division de la cellule B infectée, la protéine EBNA-1 est ré-éxprimée pour permettre le maintien et la division du génome viral. Enfin, au cours de la phase de réactivation virale (dont les signaux inducteurs restent mal connus), l’activation des protéines de la phase lytique va induire une différenciation des lymphocytes B mémoires infectés en plasmocytes (Laichalk and Thorley-Lawson, 2005).

Parallèle entre EBV et HHV-8 pour leurs rôles sur la prolifération des lymphocytes B

Le virus HHV- 8 est capable comme l’EBV d’induire la prolifération des lymphocytes B en utilisant différentes stratégies virales. Les gènes viraux de l’EBV qui sont impliqués dans la lymphoprolifération sont exclusivement exprimés durant la phase de latence, et généralement ces gènes ne contrôlent pas les fonctions cellulaires directement, mais induisent des protéines cellulaires, qui à leur tour contrôlent les fonctions de la cellule. Au contraire, comme déjà présenté plus haut, le génome viral d’HHV- 8 contient les gènes viraux qui sont des homologues de gènes cellulaires impliqués dans le contrôle de la prolifération et de l’apoptose. Ces gènes viraux impliqués dans la mise en place des lymphoproliférations B pathologiques associées à HHV-8 sont exprimés à fois durant la phase de latence et lytique du virus. C’est ce rôle particulier de HHV-8 dans l’induction de la prolifération des lymphocytes B et des conséquences métaboliques qui s’ensuivent qui vont être ciblés dans cette dernière partie.

La prolifération des lymphocytes B infectés est associée à l’expression de la protéine d’HHV-8 LANA

La protéine virale de latence LANA est constitutivement exprimée dans les cellules infectées par HHV-8, et son expression régule la transcription de plusieurs facteurs de transcription avec des conséquences sur plusieurs voies de signalisation impliquées dans le cycle cellulaire. Notch est une voie de signalisation très conservée. Elle contrôle différents évènements impliqués dans le développement, la prolifération et l’homéostasie tissulaire. Il a été montré que la dérégulation de cette voie de signalisation est fortement corrélée avec l’oncogenèse (Girard et al., 1996). Lan et al. montrent la présence d’une accumulation aberrante de la forme activée du domaine intracellulaire de Notch1 (intracellular domain, ICN) dans les cellules de PEL infectées de manière latente par HHV-8 et mettent en évidence que la protéine LANA est responsable de cette augmentation. Cette accumulation a pour conséquence une augmentation de la prolifération de ces cellules de PEL (Lan et al., 2006).
L’expression de la protéine de latence LANA est aussi associée à la dérégulation de l’expression des kinases Pim. Les kinases Pim (Pim-1,-2 et -3 ; Proviral Integration site for Moloney murine leukemia virus) sont une famille de sérine/thréonine kinases qui jouent un rôle fondamental dans les processus de survie, de prolifération ou de différenciation cellulaire. Ce sont des proto-oncogènes surexprimés dans de nombreuses lymphoproliférations tumorales B et en particulier dans le lymphome de Burkitt’s associé à l’infection par EBV. Il a aussi été montré que ces kinases sont augmentées dans des lymphocytes B primaires infectés par HHV-8 (Gaidano and Dalla-Favera, 1993). In vitro, Bharat et al. montrent que LANA augmente l’expression de Pim-1 par son interaction avec son promoteur (pPim-1) dans des lignées de PEL. De plus, les cellules qui expriment la protéine virale LANA prolifèrent plus rapidement et sont plus résistantes à l’apoptose (Bajaj et al., 2006). Il est bien établi que la transition à travers les immune checkpoints du cycle cellulaire (Mochizuki et al., 1999) et les fonctions anti-apoptotiques sont associées à l’expression de Pim-1 (Aho et al., 2004; Yan et al., 2003), et de fait les résultats de Bharat et al. suggèrent que l’expression augmentée de Pim-1 dans les cellules infectées par HHV-8 exprimant LANA est responsable, du moins en partie, de cet effet.
La Survivine appartient à la famille des IAP (inhibitors of apoptosis proteins), et est exprimée par les cellules embryonnaires et par les cellules en prolifération. Plusieurs études montrent que c’est une protéine importante dans la régulation de la prolifération et viabilité cellulaire. La majorité des tumeurs, solides ou hématopoïétiques, l’exprime de façon aberrante et la Survivine est identifiée comme étant le quatrième gène le plus fréquent et abondant dans les tumeurs (Altieri, 2001). Le promoteur du gène codant pour la Survivine contient le site de fixation des facteurs de transcription Sp1 et p53. Lu et al. montrent in vitro que l’activité du promoteur de la Survivine est augmentée par l’expression induite de la protéine virale de latence LANA dans la lignée HEK293 et ce de façon dose dépendante par rapport à l’expression de LANA (Lu et al., 2009). Ils montrent également que la protéine virale LANA forme un complexe avec la protéine Sp1 ou la protéine p53, et que ce complexe se fixe au promoteur de la Survivine. Ainsi la protéine virale LANA est donc capable d’augmenter l’expression de la Survivine et par conséquent d’induire la prolifération des lymphocytes B infectés par HHV-8 comparativement aux cellules non infectées (Lu et al., 2009). Par ailleurs, dans une étude récente Jha et al. rapportent une expression augmentée de la protéine de polarité PAR-3 (partitioning-defective protein) dans les lymphocytes B primaires infectés par HHV-8 et les lignées de PEL. L’équipe montre que Par-3 interagit avec la protéine virale LANA dans les lymphocytes B infectés par HHV-8 mais aussi dans les lignées cellulaires de PEL et que cette interaction conduit à la translocation de Par-3 de la périphérie cellulaire au noyau et à son interaction dans la signalisation cellulaire. De fait, l’invalidation du gène codant pour Par-3 a pour conséquence une réduction de prolifération des cellules et une augmentation de l’induction de l’apoptose. Enfin, la protéine LANA augmente l’expression des protéines Par-3 qui à son tour régule positivement l’expression de SNAIL dans les lymphocytes B infectés par HHV-8. De plus, SNAIL se fixe aussi à la région promotrice de p21 et peut réguler son activité, en augmentant la voie de signalisation NFκB (Jha et al., 2016), voie de signalisation majeure dans le développement de tumeurs associées à l’infection par HHV-8 (Keller et al., 2006)
Au total, ces études suggèrent que HHV-8 par son altération de différentes voies de signalisation est capable d’induire la prolifération des lymphocytes B qu’il infecte et l’expression de la protéine virale LANA est impliquée dans ce processus.

HHV-8 induit une altération du métabolisme cellulaire

L’altération du métabolisme cellulaire est fortement corrélée à des conditions pathologiques telles que les cancers ou les infections virales. Ces modifications concernent les trois voies métaboliques majeures : glycolyse, synthèse d’acide gras et glutaminolyse (Figure 7). Les oncogènes sont responsables des changements métaboliques dans les cellules cancéreuses qui contribuent à la prolifération soutenue de ces cellules, ainsi qu’au maintien de l’activité́ des oncogènes. De même, quelques études récentes rapportent des interactions entre les protéines de latence du virus HHV-8 et la consommation de glucose et la production d’acides gras dans les lymphocytes B infectés. Par contre aucune donnée n’est encore disponible en ce qui concerne directement le métabolisme de la glutamine dans des lymphocytes B infectés par HHV-8. De telles données n’existent que dans des cellules endothéliales infectées par HHV-8 (Delgado et al., 2012), montrant l’importance de la glutamine pour la survie cellulaire et l’alimentation des voies de synthèse des aides gras.

HHV-8 active la glycolyse durant la latence

Le métabolisme du glucose des cellules cancéreuses décrit par Otto Warburg dans les années 1930 est devenu une marque spécifique associée au cancer, appelée « effet Warburg ». Les cellules cancéreuses puisent leur énergie essentiellement à partir du glucose à travers la glycolyse, afin de répondre à leurs besoins en énergie, mais également à leur besoin en biomasse nécessaire à leur division accrue.
Une inhibition induite chimiquement de la glycose induit l’apoptose des cellules endothéliales infectées par HHV-8 montrant l’importance de ce processus pour ces cellules infectées (Delgado et al., 2010). L’augmentation de l’expression d’une région contenant 10 des locus du virus codant pour des micro-ARNs d’HHV-8 est suffisante pour induire la glycolyse dans des cellules endothéliales (Yogev et al., 2014). Plus récemment, une glycolyse augmentée est également mise en évidence les lignées cellulaires B issues de PEL (Bhatt et al., 2012).
Ainsi, l’effet Warburg permet probablement aux cellules infectées de manière latente de survivre et de proliférer. Toutefois, des expériences supplémentaires sont nécessaires pour démontrer que les gènes viraux d’HHV-8 sont responsables de l’induction de la glycolyse durant la latence dans les lymphocytes B.

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Table des matières

Introduction
I. Herpès Humain Virus-8 (HHV-8)
A. Le virus HHV-8
1. Phylogénie : un virus proche de l’EBV
2. Structure et génome
3. Le cycle viral
4. Transmission, tropisme et récepteurs cellulaires
B. Pathologies tumorales associées à HHV-8
1. Le Sarcome de Kaposi
2. Le Lymphome Primitif des Séreuses
3. La Maladie de Castleman Multicentrique
C. Protéines impliquées dans la transformation cellulaire
1. Protéines de latence
2. Phase lytique de HHV-8 et protéines associées
II. Lymphocytes B et γ-Herpèsvirus
A. Les lymphocytes B
1. La lymphopoïèse B
2. Les sous-populations de B naïves
3. Les réponses immunes B
4. Les lymphocytes B mémoires
5. La différentiation plasmocytaire
B. Les γ-Herpèsvirus altèrent la voie de différentiation des lymphocytes B
1. Les lymphocytes B sous l’influence de l’infection par l’EBV
2. Les lymphocytes B sous l’influence de l’infection par HHV-8
C. Les γ-Herpèsvirus altèrent la prolifération des lymphocytes B
1. Parallèle entre EBV et HHV-8 pour leurs rôles sur la prolifération des lymphocytes B
2. La prolifération des lymphocytes B infectés est associée à l’expression de la protéine d’HHV-8 LANA
3. HHV-8 induit une altération du métabolisme cellulaire
III. HHV-8 et le système immunitaire
A. Les réponses immunes mises en place contre HHV- 8
1. Induction des réponses immunes innées
2. Réponses Natural Killer
3. Réponses cellulaires T anti-HHV-8
B. HHV-8 et échappement immunitaire
1. La latence virale comme mécanisme d’échappement
2. Échappement à la réponse immune innée
3. Échappement à la réponse immune adaptative
IV. Les lymphocytes T Natural Killer invariants (iNKT)
A. Caractéristiques générales des cellules iNKT
1. La molécule CD1d
2. Développement, sélection thymique et maturation des cellules iNKT
3. Distribution et localisation des cellules iNKT
4. Caractéristiques fonctionnelles des cellules iNKT
B. Maintenance et homéostasie périphérique des cellules iNKT
1. Homéostasie des cellules iNKT
2. Coopération cellules iNKT et lymphocytes B
C. Activation des cellules iNKT
1. Reconnaissance directe des lipides dérivés de pathogènes
2. Reconnaissance indirecte des pathogènes dépourvus de lipides
D. Rôle des cellules iNKT dans les pathologies
1. Rôle antiviral des cellules iNKT
2. Rôle antitumoral des cellules iNKT
Objectifs de la thèse
Résultats
I. Altérations des cellules iNKT et des lymphocytes B mémoires dans la Maladie de Castleman Multicentrique associée à l’infection par HHV-8
II. Analyse du profil d’expression des gènes des lymphocytes B LANA+ infectés par HHV-8 circulants détectés chez les patients MCM HHV-8+
III. Analyse de la région variable de la chaine lourde de l’IgM exprimée par les lymphocytes B LANA+ infectés par HHV-8
Discussion et perspectives
Table des illustrations
Résumé
Bibliographie

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