Cycle parasitaire chez l’anophèle

Cycle parasitaire chez l’anophèle

Le cycle chez l’anophèle encore appelé cycle sporogonique, débute dès l’infection de l’anophèle femelle ayant piqué un impaludé porteur de gamétocytes. Les gamétocytes absorbés passent dans l’estomac du moustique. Le gamétocyte femelle (macrogamétocyte) se transforme en gamète femelle et devient immobile. Le gamétocyte  mâle (microgamétocyte) se divise en huit (08) gamètes qui vont subir une exflagellation qui les allongera et les rendra mobile. La fécondation des gamètes aboutit à la formation dans la lumière du tube digestif d’un œuf mobile appelé, ookinète. Celui-ci va traverser et aller s’enkyster sur sa face externe formant  un oocyste. Une fois mûr l’oocyste éclate et libère des sporozoïtes qui vont gagner les glandes salivaires de l’anophèle d’où ils seront inoculés à l’homme lors d’une nouvelle piqûre. La durée du cycle chez l’anophèle est de 10 à 40 jours selon la température extérieure et les espèces  .

Physiopathologie du paludisme

La physiopathologie du paludisme n’est pas encore clairement élucidée, mais les répercussions de l’infection palustre sur certains organes ont été bien décrites.
➤ Pendant la phase érythrocytaire, il se produit une hémolyse, responsable d’une anémie. L’hémoglobine issue de l’hémolyse se métabolise entraînant l’hémoglobinurie et une hausse de la bilirubine, d’où l’installation quelques fois de l’ictère. Aussi, la digestion de l’hémoglobine par le parasite occasionne dans son cytoplasme une précipitation de granules de pigments appelées hémozoïnes. L’hémozoïne et 1’hémoglobine transformées par les histiocytes donnent lieu à1’hémosidérine de couleur jaune sombre.
➤ La rate est également l’un des organes cibles du paludisme; on note une hypertrophie, cause d’une augmentation de la pulpe blanche. Elle devient molle et congestive, sa couleur caractéristique rouge foncée parfois brune est due à une accumulation de pigments internalisés dans les phagocytes.
➤ Au niveau du foie, il se produit la destruction d’un certain nombre de cellules parenchymateuses, mais sans aucune lésion inflammatoire dans la plupart des cas.
➤ Pour le neuropaludisme qui est la complication majeure du paludisme à P. falciparum, plusieurs théories probablement complémentaires, prônent une séquestration d’hématies parasitées par des formes mâtures de Plasmodium adhérents aux cellules endothéliales des micro-vaisseaux et l’internalisation des cytokines et autres médiateurs [32].

Formes cliniques du paludisme à P. falciparum

Primo-invasion 

Il est marqué par l’apparition :
• d’une fièvre à 39-40ºC, continue, parfois irrégulière;
• d’un malaise général : courbatures, céphalées, douleurs abdominales, nausées, vomissements et diarrhée (classique « embarras gastrique fébrile ») et des myalgies. L’examen physique révèle une discrète hépatomégalie douloureuse sans splénomégalie [15].

Le paludisme simple 

Classiquement, trois phases succèdent dans les accès simples à savoir :
• La sensation de froid avec frisson intense, céphalée et vomissement.
• La chaleur, la peau du malade est sèche et brulante, sa température atteint 40 à 41 °C, sa rate diminue de volume, le pouls est très rapide ou lent.
• Les sueurs profuses accompagnent la défervescence, laissant le patient asthénique et courbaturé [15; 32].

Le paludisme grave

Le paludisme grave regroupe un large éventail de manifestations traduisant les différentes atteintes viscérales et les complications qui peuvent s’observer au cours des formes sévères du paludisme à P. falciparum. Selon l’OMS, il se définit comme la présence chez un sujet présentant des formes asexuées de P. falciparum à l’examen sanguin associée à une ou plusieurs des manifestations .

Diagnostic biologique du paludisme 

Le diagnostic de certitude du paludisme est apporté par la mise en évidence du parasite dans le sang.

Diagnostic parasitologique
Il se réalise par l’examen direct au microscope optique de prélèvements sanguins effectués de préférence avant tout traitement antipaludique, au moment des pics fébriles. Les techniques les plus utilisées sont la goutte épaisse et le frottis sanguin.

La goutte épaisse/Le frottis sanguin :
La goutte épaisse constitue l’examen de référence, c’est une technique de concentration des parasites. L’examen se fait au microscope optique, à l’objectif 100 en utilisant de l’huile à immersion. La numération se fait en comptant les parasites rapportés au nombre de leucocytes. L’examen peut mettre en évidence de faibles taux de parasitémie. En effet la limite de détection de la goutte épaisse est de 6 parasites/µL pour 400 champs observés [15; 32; 37; 63]. Le frottis mince est l’étalement mince d’une goutte de sang sur une lame porte objet. L’examen se fait après fixation à l’alcool et coloration au Giemsa. Il permet un diagnostic d’espèce plus précis mais ne permet pas de dépister des parasitémies faibles [37].

Diagnostic immunologique
Le principe des différents tests est globalement superposable et repose sur l’immunochromatographie: l’échantillon à tester est déposé à l’une des extrémités d’une membrane de nitrocellulose fixée sur un support plastique ou carton. Si l’antigène recherché est présent (HRP2, LDH, Aldolase), il va se lier avec un anticorps marqué le plus souvent à l’or colloïdal. Afin de faciliter la lyse des globules rouges ainsi que la migration de l’échantillon sur la bandelette, quelques gouttes de solution tampon/lyse sont déposées. Les complexes antigènes – anticorps vont alors migrer par chromatographie et l’antigène sera capturé en sandwich par un anticorps de capture fixé sur la membrane. Cette capture va alors se traduire par l’apparition d’une ligne mauve. La performance diagnostique recommandée par l’OMS pour ces TDR est de 200 Plasmodium/μl [57]. Plusieurs kits de TDR sont actuellement disponibles, et reposent sur différents principes. On distingue entre autre :

• les tests qui vont rechercher la glycoprotéine HRP2 (Histdin Rich Protein 2) spécifique de P. falciparum : le test Kat-Quick Malaria, Palutop ;
• les tests qui détectent une enzyme isomère de la lactate deshydrogénase (LDH) spécifique de P. falciparum et une LDH commune à toutes les espèces : Optimal-It
• les tests qui détectent l’antigène HRP2, la LDH spécifique à P. vivax, et une LDH commune autres espèces : Palutop+4
• Un test détecte l’antigène HRP2 et une aldolase commune à 4 espèces plasmodiales (P. falciparum, P. vivax, P. ovale, P. malariae): NOW® Malaria (Fumouze-France).

La PCR (Polymérase Chain Réaction) :
C’est un processus d’amplification de l’ADN parasitaire. Elle consiste en une série de dénaturation, d’annealing (appariement des amorces) et d’extension [72]. C’est une méthode très couteuse et est de ce faite utilisée uniquement dans le cadre de la recherche.

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Table des matières

INTRODUCTION
GENERALITES SUR LE PALUDISME
II.1. Définition
II.2. Agent pathogène
II.3. Le vecteur
II.4. Cycle parasitaire
II.4.1. Cycle parasitaire chez l’homme
II.4.2. Cycle parasitaire chez l’anophèle.
II.5. Physiopathologie du paludisme.
II.6. Formes cliniques du paludisme à P. falciparum.
II.6.1 Primo-invasion
II.6.2 Le paludisme simple
II.6.3 Le paludisme grave.
II.7. Diagnostic biologique du paludisme
II.7.1 Diagnostic parasitologique
II.7.2 Diagnostic immunologique
II.7.3. La PCR (Polymérase Chain Réaction)
II.8. Les anti paludiques-Mode d’action-Mécanisme de résistance du parasite
II.8.1. Les schizonticides sanguins
II.8.2. Les antifolates
II.8.3. Les associations médicamenteuses à base d’artémisinine
II.9. Résistance aux antipaludiques
II.10 Facteurs favorisant l’apparition de la chimiorésistance.
II.10.1. La pression médicamenteuse et la sélection des mutants résistants.
II.10.2. Les facteurs liés à l’immunité de l’hôte.
II.10.3. Les facteurs liés aux parasites et aux vecteurs.
II.10.4. Les voyages.
II.11. Les méthodes d’évaluation de la chimiorésistance de P. falciparum.
II.11.1. Tests in vitro.
II.11.2. Tests in vivo.
II.11.3. Tests moléculaires
II.12. Polymorphisme génétique de P. falciparum.
II.13. Caractéristiques du gène Pfmdr-1 et de son produit d’expression.
III. OBJECTIFS DE L’ETUDE
III.1. Objectif général
III.2. Objectifs spécifiques
IV METHODOLOGIE
IV.1 Site et population d’étude
IV.2 Recrutement et suivi des patients
IV.4. Analyses moléculaires.
IV.3.1 Extraction de l’ADN génomique de Plasmodium
IV.3.2 Amplification des séquences spécifiques d’ADN
IV.4. Analyse des données et interprétation des résultats
V RESULTATS
V.1 Caractéristiques générales de la population d’étude.
V.2 Résultats cliniques et parasitologiques
V.3 Fréquence des mutations du point 86 du gène Pfmdr1.
V.4 Fréquence des allèles du Pfmdr1-86 dans chaque bras (AL & ASAQ)
V.5 Relation entre les mutations du point 86 du gène Pfmdr1 et la réponse au traitement.
VI. DISCUSSION
VI.1. De l’efficacité de ASAQ et AL
VI.2 De la fréquence des mutations au point 86 du gène Pfmdr1.
VI.3 De l’impact du traitement sur la sélection de souches mutantes
VI.4. De la relation entre les mutations du point 86 du gène Pfmdr1 et la réponse au traitement.
CONCLUSION

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