Soutenance mémoire
Généralités sur la Toxoplasmose
Cycle évolutif du toxoplasme
Toxoplasma gondii est une coccidie intestinale du chat. Elle est la seule espèce du genre Toxoplasma (annexe 1). Le toxoplasme est capable d‟infecter tous les organismes homéothermes par l‟un des trois stades évolutifs suivants : tachyzoïte, bradyzoïte ou sporozoïte (figure 1). Les tachyzoïtes augmentent la densité parasitaire chez l‟hôte ; bradyzoïtes et sporozoïtes sont protégés dans des structures kystiques et permettent la transmission entre hôtes. Le cycle parasitaire peut s‟effectuer entre hôte définitif et hôtes intermédiaires (cycle sexué) ou entre hôtes intermédiaires (cycle asexué) (figure 2). Le cycle sexué débute dans l‟épithélium intestinal des félins. Une schizogonie puis une gamétogonie aboutissent à la formation d‟oocystes immatures qui sont émis en grande quantité avec les fèces. Après sporulation, les oocystes sont rapidement disséminés et conservent leur pouvoir infectant dans le sol et l‟eau pendant plusieurs mois. Leur ingestion par les hôtes intermédiaires entraîne le dékystement des sporozoïtes et leur conversion en tachyzoïte (phase aiguë). Une phase chronique s‟établit après différenciation des tachyzoïtes en bradyzoïtes. Ces derniers se regroupent pour former des kystes qui semblent perdurer toute la vie de l‟hôte, plus particulièrement dans les tissus nerveux et musculaires. Le cycle est complet quand l‟hôte définitif s‟infecte en ingérant une proie contenant des kystes. Le cycle asexué a lieu entre hôtes intermédiaires. L‟ingestion de kystes tissulaires est à l‟origine d‟une série de différenciations bradyzoïte → tachyzoïte → bradyzoïte, qui aboutit à la formation et à la persistance de kystes tissulaires.
Oocystogenèse
Stades entéroépithéliaux
Les stades entéroépithéliaux (mérozoïtes, stades sexués et oocyste) ont été décrits chez le chat domestique (Felis catus) après infection expérimentale par des kystes. Ce mode de contamination semble naturellement prépondérant chez les félins. Après ingestion, la paroi kystique est détruite par les enzymes gastriques et les bradyzoïtes sont libérés dans l‟estomac. La résistance relative des bradyzoïtes à la pepsine (3 heures (h) en conditions expérimentales ; Dubey, 1998a) leur permet de coloniser l‟épithélium jéjunal 2 h après infection (Dubey et Frenkel, 1972). La colonisation d‟un entérocyte entraîne la formation d‟une vacuole parasitophore à paroi épaisse (Hutchison et al., 1971, Ferguson et al., 1974), un déplacement et une hypertrophie nucléaire (Dubey et Frenkel, 1972), et une réduction de la taille des microvillosités qui perdure jusqu‟à la fin de l‟émission des oocystes (Ferguson et al., 1976). Une même cellule peut héberger plusieurs stades de développement (Hutchison et al., 1971). L‟infection provoque des modifications structurales des entérocytes même s‟ils n‟hébergent pas de parasite (Ferguson et al., 1976). Tous les stades intestinaux du parasite contiennent des granules d‟amylopectine (Dubey et Frenkel, 1972).
Mérozoïtes
Les mérozoïtes se développent au sein de schizontes de types A à E. Leur morphologie a été décrite par Dubey et Frenkel (1972) et Speer et Dubey (2005). Ferguson et al. (1974) ont décrit en microscopie électronique, un type unique, 7 jours après infection, ce qui correspond chronologiquement à un type D ou E (Dubey et Frenkel, 1972). Cette description est retenue ci-dessous. Le jeune schizonte possède une chromatine distribuée en petites mottes (critère de différenciation avec le jeune microgamétocyte). Deux membranes en forme de dômes apparaissent près de chaque noyau et deviennent la membrane interne des futurs mérozoïtes. Les mérozoïtes se développent jusqu‟à l‟assimilation complète du cytoplasme du schizonte. La membrane externe du schizonte devient au fur et à mesure du développement des mérozoïtes leur membrane externe par invagination et fusion. Les mérozoïtes formés se séparent, se retrouvent libres dans la vacuole parasitophore et quittent la cellule hôte pour infecter de nouvelles cellules.
Microgamétocyte et microgamètes mâles
Les microgamétocytes immatures ressemblent aux types D et E mais leurs noyaux sont plus petits et entourés d‟un halo clair (Dubey et Frenkel, 1972). Le noyau du jeune microgamétocyte se divise pour former jusqu‟à 32 noyaux qui se concentrent à sa périphérie. A partir de chaque noyau, une extrusion apparaît en dehors du microgamétocyte ; elle contient un microgamète en développement (Ferguson et al., 1974). A maturité, le microgamète est biflagellé et possède un noyau dense et allongé et une mitochondrie unique. Les microgamètes s‟échappent du microgamétocyte et se trouvent libre dans la vacuole parasitophore. Chaque microgamétocyte (7-10 x 5-8 µm) donne naissance à 6 à 32 microgamètes, en moyenne 12 (4-5 µm, flagelle 6-10 µm). Les microgamétocytes représentent 2 à 4% du total des gamétocytes matures (Hutchison et al. 1971 ; Dubey et Frenkel, 1972).
Macrogamétocyte et macrogamète femelle
Les macrogamétocytes immatures ont un grand noyau et ressemblent aux types D et E (Dubey et Frenkel, 1972). La phase de différenciation en macrogamète est marquée par l‟accumulation de matériel nourricier sous forme de granules lipidiques et polysaccharidiques, et par l‟apparition d‟organites spécialisés dans la formation de la paroi de l‟oocyste appelés « wall forming bodies » (WFB) (Ferguson et al., 1975). A maturité, le macrogamète mesure 7-8 x 4-7 µm et est entouré d‟une pellicule percée de nombreux micropores (Dubey et Frenkel, 1972).
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
1. Cycle évolutif du toxoplasme
2 .Oocystogenèse
2.1. Stades entéroépithéliaux
2.1.1. Mérozoïtes
2.1.2. Microgamétocyte et microgamètes mâles
2.1.3. Macrogamétocyte et macrogamète femelle
2.1.4. Fécondation
2.1.5. Formation de la paroi de l‟oocyste
2.1.6. Émission des oocystes
2.2. Sporulation
2.2.1. Paramètres physico-chimiques
2.2.2. Ultrastructure
2.2.3. Antigènes
2.2.4. Autofluorescence
3. Résistance aux conditions environnementales et aux procédés d‟inactivation
3.1. Facteurs physiques
3.1.1. Température
3.1.2. Dessiccation
3.1.3. Rayonnements
3.1.4. Hautes pressions
3.2. Facteurs chimiques
3.2.1. Acides et bases
3.2.2. Désinfectants et détergents
3.2.3. Enzymes
4. Importance des oocystes dans la transmission de la toxoplasmose
4.1. Réservoir d‟émission
4.1.1. Chat domestique (Felis catus)
4.1.2. Félins sauvages
4.2. Dissémination et prévalence dans les matrices environnementale
4.2.1. Sol
4.2.2. Eau
4.2.3. Végétaux
4.3. Exemples d‟espèces animales soumises à l‟infection par les oocystes
4.3.1. Rongeurs
4.3.2. Oiseaux
4.3.3. Ovins
4.3.4. Mammifères marins
4.4. Le rôle des oocystes dans l‟infection humaine
4.4.1. Facteurs de risque associés aux oocystes
4.4.2. Épidémies et cas groupés de toxoplasmoses par ingestion d‟oocystes
4.5. Association avec des génotypes particuliers
4.5.1. Diversité génétique du toxoplasme : outils d‟analyse et biais de sélection
4.5.2. Structure génétique de T. gondii
4.5.3. Quels génotypes circulent dans l‟environnement ?
4-6-Manifestations cliniques de la toxoplasmose chez l‟homme
4-6-1. Toxoplasmose chez le sujet immunocompétent
4-6-1.1. La toxoplasmose ganglionnaire
4-6-1.2. Les atteintes oculaires
4-6-1.3. Formes sévères de toxoplasmose
4-6-1 .4.Evolutions
4-6-2. Toxoplamose chez l‟immunodéprimé
4-6-2.1. Toxoplasmose cérébrale
4-6-2.2. Toxoplasmose extra-cérébrale
4-6-2.2.1. Localisation oculaire
4-6-2.2.2. Localisation pulmonaire
4-6-2.2.3. Autres localisations et formes disséminées
4-6-3. Toxoplasmose congénitale
4-6-3.1. Données historiques
4-6-3.2. Données actuelles pour la France (cohorte lyonnaise)
4-6-3.3. Conclusions
4-7-Méthodes de diagnostic de la toxoplasmose humaine
4-7-1. Diagnostic parasitologique
4-7-1.1. Examen direct
4-7-1.2. Inoculation à la souris
4-7-1.3. Culture cellulaire
4-7-1.4. Biologie moléculaire
4-7-2. Diagnostic sérologique
4-7-2.1. Techniques quantitatives de « première intention »
4-7-2.2. Techniques complémentaires
4-7-3. Conduite du diagnostic de la toxoplasmose
4-7-3.1. Diagnostic de la toxoplasmose de l’adulte (en dehors de la grossesse ou d’un contexte d’immunodépression)
4-7-3.2. Diagnostic de la toxoplasmose chez la femme enceinte (Figure 10)
4-7-3.3. Diagnostic de la toxoplasmose congénitale (cf. Figure 11)
4-7-3.3.1. Diagnostic anténatal
4-7-3.3.2. Diagnostic néonatal
4-7-3.3.3. Diagnostic postnatal
4-7-3.4. Diagnostic de la toxoplasmose chez l‟immunodéprimé
4-7-3.5. Diagnostic de la toxoplasmose oculaire
4-8-Principaux schémas thérapeutiques de la toxoplasmose humaine
4-8-1. Principaux médicaments
4-8-1.1. Inhibiteurs de la synthèse de l‟acide folique
4-8-1.2. Macrolides
4-8-1.3. Autres médicaments
4-8-1.4. Résistances
4-8-2. Principaux schémas thérapeutiques
4-8-2.1. Traitement de la toxoplasmose en dehors de la grossesse
4-8-2.2. Traitement de la toxoplasmose congénitale
4-8-2.2.1. Traitement anténatal
4-8-2.2.2. Traitement de la toxoplasmose congénitale de l‟enfant
4-8-2.3. Traitement de la toxoplasmose cérébrale chez l’immunodéprimé
4-8-2.3.1. Traitement curatif et d’entretien
4-8-2.3.2. Traitement prophylactique
5. Méthodes de détection des oocystes
5.1. Stratégies d‟échantillonnage
5.2. Détection dans l‟eau
5.2.1. Concentration
5.2.1.1.Filtration
5.2.1.2.Floculation
5.2.1.3.Centrifugation
5.2.2. Purification
5.2.2.1.Flottation
5 .2.2.2.Séparation par immunomagnétique (IMS)
5.2.2.3.Cytométrie en flux
5.2.3. Détection
5.2.3.1.Microscopie
5.2.3.2.Analyse moléculaire
5.2.3.3.Vitalité et virulence
5.3. Détection dans les matrices solides
5.4. Synthèse des méthodes proposées
6. Conclusion – Objectifs
CONCLUSION GENERALE
