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Centre de signalisation : la crête apicale ectodermique (Apical Ectodermal Ridge, AER)
La crête apicale ectodermique constitue le centre de signalisation de la croissance et de la différenciation proximo-distale du bourgeon de membre. Elle correspond à un épaississement de l’ectoderme à l’extrémité distale du bourgeon, au niveau de sa frontière dorso-ventrale (Figure 5). Il s’agit d’une structure morphologiquement dynamique et transitoire, correspondant à un épithélium pluristratifié chez les mammifères.
L’AER permet le maintien, dans le mésenchyme sous-jacent, de cellules indifférenciées en prolifération nécessaires à la croissance du bourgeon. Sous le contrôle de facteurs diffusibles produits par l’AER dont les acteurs principaux sont les FGFs, ces cellules présentent une activité mitotique intense permettant la croissance du bourgeon. Ce rôle crucial a pu être démontré par l’observation de membres tronqués chez les modèles animaux où l’AER a été supprimée (Rowe et al., 1982; Saunders, 1948; Summerbell, 1974; Todt and Fallon, 1987). Ces malformations sont d’autant plus sévères et proximales que l’AER est supprimée précocement au cours du développement. L’AER coordonne également la différenciation proximo-distale du bourgeon, qui a lieu en parallèle de sa croissance, par l’expression de nombreuses molécules telles que les FGFs, mais aussi les Bone Morphogenic Proteins (BMPs) qui seront notamment impliqués dans la chondrogenèse et l’ossification endochondrale.
On distingue trois phases du développement de l’AER : l’induction, la maturation puis la régression .
Induction de l’AER
L’AER est induite via des interactions complexes entre l’ectoderme et le mésenchyme sous-jacent. Les voies de signalisation impliquées dans ces interactions sont aujourd’hui partiellement connues. FGF8 constitue le premier marqueur des cellules précurseurs de l’AER (dès E9 chez la souris), avant même l’apparition morphologique de la crête. Son territoire d’expression est alors parfois nommé pré-AER (Bell et al., 1998; Loomis et al., 1998). L’expression de FGF8 dans les cellules ectodermiques à l’origine de l’AER est induite par celle de FGF10 dans le mésenchyme sous-jacent. Ainsi, FGF10 joue un rôle crucial dans l’induction de l’AER. Les souris knock-out (KO) Fgf10 présentent des membres tronqués en lien avec l’absence de formation de l’AER (Sekine et al., 1999).
Maturation de l’AER
Dans un deuxième temps, les cellules exprimant FGF8 se compactent et forment un épaississement ectodermique qui constitue l’AER mature. Celle-ci réalise une frontière entre les faces ventrale et dorsale du bourgeon (Figure 5).
Quatre membres de la famille des FGFs sont exprimés spécifiquement dans l’AER : FGF4, FGF8, FGF9 et FGF17 (Martin, 1998; Sun et al., 2000) . FGF8 est exprimé dans l’ensemble de l’AER dès son initiation jusqu’à sa régression (Crossley and Martin, 1995). L’expression de FGF4, FGF9 et FGF17 débute après la formation de l’AER à sa partie postérieure, et s’arrête avant la régression de celle-ci (Sun et al., 2000). De nombreux autres facteurs sont exprimés dans l’AER, en particulier les BMP2, 4, et 7, également impliqués dans son induction et sa fonction.
Régression de l’AER
A un stade plus tardif on observe un aplatissement de l’AER, qui devient morphologiquement non distinguable de l’ectoderme adjacent. Ce processus, appelé « régression de l’AER », a lieu de façon précoce au niveau des espaces interdigitaux, puis au niveau de chaque doigt (Guo et al., 2003; Wanek et al., 1989), sous le contrôle de la voie de signalisation des BMPs (Guha et al., 2002; Pizette and Niswander, 1999).
Réseaux de gènes impliqués
La voie des FGFs est l’acteur principal de l’AER comme centre de signalisation de la croissance et de la différenciation proximo-distale. Celle-ci est en partie régulée par la voie des BMPs qui intervient à toutes les étapes de cet axe de développement : initiation / maintien / arrêt de la croissance et différenciation du bourgeon. De plus, l’expression des FGFs est régulée par un réseau complexe de gènes où TP63 joue un rôle central.
La voie de signalisation des FGFs
Cinq membres de cette famille sont impliqués dans le développement du membre : FGF10 exprimé dans le mésenchyme, FGF4, 8, 9 et 17 exprimés dans l’AER. Leur rôle crucial dans la croissance du bourgeon de membre a pu être démontré dans les années 1990, après l’observation que l’apposition de billes imprégnées de FGFs pouvait se substituer à l’AER pour rétablir un développement du membre chez l’embryon de poulet (Fallon et al., 1994; Niswander et al., 1993). Chez la souris, le double KO pour Fgf4 et Fgf8 résulte en l’absence de formation de membre (Sun et al., 2002). Leur inactivation plus tardive entraîne une hypoplasie des structures distales du membre. La famille des FGFs comprend 22 gènes codant des protéines sécrétées à homologie structurelle (Ornitz and Itoh, 2001; Powers et al., 2000; Su et al., 2008). Ils exercent leur activité par la liaison à quatre récepteurs distincts, les FGFRs, présentant des propriétés de liaison différentes. Les FGFRs comprennent un domaine de liaison extracellulaire, un domaine transmembranaire et un domaine intracellulaire à activité tyrosine kinase. La liaison du ligand entraîne la phosphorylation des résidus tyrosine du récepteur et le recrutement de protéines de la cascade de signalisation au niveau de la queue cytoplasmique, entraînant leur phosphorylation (Powers et al., 2000). Cela aboutit à l’activation de voies de signalisation intracellulaire comme les voies MAPK (mitogen-activated protein kinase), PI3K (phosphositide 3-kinase), STAT1 (signal transducer and activator of transcription 1) et PKC (protein kinase C) (Eswarakumar et al., 2005; Turner and Grose, 2010).
L’initiation du bourgeon et sa croissance sont dépendantes de l’expression prolongée des FGFs via l’établissement d’une boucle de rétrocontrôle positif FGF10/FGF8 entre les cellules mésenchymateuses et l’ectoderme de surface (Min et al., 1998; Ohuchi et al., 1998; Xu et al., 1998). FGF10 et FGF8 se fixent respectivement sur les isoformes b (ectoderme) et c (mésenchyme) du récepteur FGFR2. L’inactivation de l’une ou l’autre des isoformes de Fgfr2 chez la souris empêche l’initiation du bourgeon de membre (Xu et al., 1998). L’établissement de la boucle FGF8/FGF10 est régulé par la voie de signalisation WNT/β-Caténine (Figure 6). Les différents facteurs impliqués ont pu être identifiés par des expérimentations de greffe de cellules dans des sites ectopiques chez l’embryon de poulet. En particulier, les gènes Wnt2b et Wnt8c, exprimés dans la plaque latérale mésodermique au niveau où vont apparaître les membres supérieur et inférieur, sont nécessaires à l’induction de Fgf10 (Kawakami et al., 2001). Fgf10 induit ensuite Wnt3a dans l’ectoderme, permettant l’activation de l’expression de Fgf8 par la voie de la β-Caténine, qui maintient à son tour l’expression de Fgf10 (Kawakami et al., 2001; Kengaku et al., 1998; Tickle and Munsterberg, 2001). La boucle FGF8/FGF10 permet le maintien, dans le mésenchyme sous-jacent à l’AER, de cellules indifférenciées en prolifération nécessaires à la croissance puis à la différenciation du membre. La frontière de ce contingent constitue le « front de différenciation » (Tabin and Wolpert, 2007), qui progresse en distal au cours de la croissance du membre. Les cellules sont orientées vers leur différenciation proximale ou distale en fonction de leur profil d’expression génique au moment du passage du front de différenciation. Ainsi, la zone intermédiaire du zeugopode résulterait de l’interaction des signaux émis par les régions distales et proximales (Figure 7). Les signaux du mésoderme latéral, comme l’acide rétinoïque, activent l’expression de facteurs de transcription à homéobox orientant vers la chondrogenèse et une différenciation proximale des cellules (Mercader et al., 1999; Mercader et al., 2000). Ce modèle du « double gradient » ou « différenciation intercalaire » est retenu actuellement pour décrire les mécanismes impliqués dans la différenciation proximo-distale (Tabin and Wolpert, 2007). Il a été suggéré devant l’observation des phénotypes induits par les knock-out combinés de différents membres des FGFs exprimés dans l’AER. En effet, ces modèles animaux présentent un spectre variable d’altération des éléments intermédiaires (zeugopode), mais avec une préservation constante des éléments proximaux (stylopode) et distaux (autopode), allant contre l’hypothèse d’une progression proximo-distale de la différenciation des structures, comme cela avait été suggéré initialement (Summerbell et al., 1973). Par ailleurs, la voie des FGFs joue un rôle dans la chondrogenèse et la régulation de l’ossification endochondrale (Dailey et al., 2003; Minina et al., 2002). Les mutations activatrices des gènes codant leurs récepteurs FGFR1, 2 ou 3 sont responsables de multiples ostéodysplasies chez l’homme, dont les nanismes chondrodysplasiques et les craniosténoses syndromiques (Ornitz and Marie, 2002). De la même façon, des modèles murins reproduisent le phénotype humain de l’achondroplasie en exprimant une forme mutée de Fgfr3 (Chen et al., 1999; Iwata et al., 2000; Iwata et al., 2001; Naski and Ornitz, 1998). A l’inverse, les modèles murins porteurs d’une délétion dirigée de Fgfr3 présentent des chondrocytes hypertrophiques dont la prolifération est augmentée et une diminution de la densité osseuse (Colvin et al., 1996; Deng et al., 1996; Valverde-Franco et al., 2004).
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I : CROISSANCE ET DIFFERENCIATION PROXIMO-DISTALE DU MEMBRE
I. Centre de signalisation : la crête apicale ectodermique (Apical Ectodermal Ridge, AER)
I.1 Induction de l’AER
I.2 Maturation de l’AER
I.3 Régression de l’AER
II. Réseaux de gènes impliqués
II.1 La voie de signalisation des FGFs
II.2 La voie de signalisation des BMPs
II.3 Le réseau de TP63
III. Modèle d’étude : les malformations de type mains et pieds fendus
III.1 SHFM : aspects cliniques
III.1.1 SHFM non syndromiques
III.1.2 SHFM syndromiques
III.2 Génétique des SHFM
III.2.1 Locus SHFM1/EEC1 en 7q21
III.2.2 Locus SHFM3 en 10q24
III.2.3 Locus SHFM4/EEC3, gène TP63
III.2.4 Locus SHFM5 en 2q31
III.2.5 Locus SHFM6, gène WNT10B
III.2.6 Autres loci candidats
IV. SHFLD3 : Nos données cliniques et moléculaires
ARTICLE 1
DISCUSSION
CHAPITRE II : POLARISATION ANTERO-POSTERIEURE DU MEMBRE
I. Centre de signalisation : la zone d’activité polarisante (ZPA)
II. La voie de signalisation SHH
III. Régulation de SHH au cours du développement du membre
III.1 La ZRS (ZPA regulatory sequence)
III.2 Facteurs de transcription impliqués dans la régulation du domaine d’expression de SHH
IV. Premier modèle d’étude : les polydactylies préaxiales
IV.1 Polydactylies préaxiales et anomalies de la ZRS
IV.1.1 Mutations gain de fonction de la ZRS
IV.1.2 Gain en nombre de copies de la ZRS
IV.1.3 Limites des corrélations génotype-phénotype
IV.2 Polydactylies préaxiales et anomalies de GLI3
IV.3 Identification d’un nouvel élément cis-régulateur de SHH responsable de polydactylie préaxiale
autosomique dominante avec hypertrichose
ARTICLE 2
DISCUSSION
V. Deuxième modèle d’étude : Le Syndrome de Nager
V.1 Signes cliniques du Syndrome de Nager
V.2 Génétique du Syndrome de Nager
V.3 Nos données cliniques et moléculaires dans 14 familles de Syndrome de Nager
ARTICLE 3
DISCUSSION
CHAPITRE III : POLARISATION DORSO-VENTRALE DU MEMBRE
I. Centre de signalisation : l’ectoderme dorsal
II. La voie de signalisation Wnt7a
II.1 Voie canonique de la β-Caténine
II.2 Voie non canonique
III. Modèle d’étude : le Syndrome Nail-Patella
III.1 Caractéristiques cliniques
III.2 Le gène LMX1B
III.3 La protéine LMX1B
III.3.1 Rôle de LMX1B dans le développement
III.3.1.1 Développement squelettique
III.3.1.2 Développement du rein
III.3.1.3 Développement de l’oeil
III.3.1.4 Développement du système nerveux central
III.3.2 Les mutations LMX1B
III.4 Nos données cliniques et moléculaires dans 55 familles de NPS
III.4.1 Article 4
III.4.2 Analyses complémentaires dans 5 familles de NPS sans anomalie de LMX1B
III.4.2.1 Etude de l’hypothèse d’une hétérogénéité génétique par séquençage de l’exome
III.4.2.2 Etude de l’hypothèse d’une dérégulation de LMX1B
DISCUSSION
CONCLUSION
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