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Production et commercialisation de la mangue au Sénégal
La principale zone de production de mangues du Sénégal se situe dans les Niayes, du lac Rose jusqu’à Mboro en passant par la zone de Sébikotane (grands vergers industriels) représentant un rayon de +/-50 km au nord-est de Dakar. En descendant vers le sud, la petite Côte (Mbour), le Sine Saloum et la Casamance sont également des régions productrices de mangues. Ces zones couvrent une surface totale estimée à 25 000 ha par l’Agence Sénégalaise de Promotion des Exportations (ASEPEX) et se répartissent de manière très hétérogène. La zone de production des Niayes se compose essentiellement d’une exploitation de plus de 400 ha de vergers maîtrisés appartenant à un producteur exportateur, de 15 à 20 vergers export de grande taille allant de 50 à 150 ha (600 ha au total) et plus de 5000 petits vergers de 0,5 à 5 ha dont 3000 répertoriés et géo référencée dans une base de données (SIG) pour une superficie totale de 3500 ha (ASEPEX, 2016).
L’étude de l’évolution des exportations a montré qu’elles ont débuté à la fin des années 1960. De 1970 à 1990 le Mali puis le Burkina Faso furent les principaux exportateurs en Afrique de l’Ouest, plus récemment, le Sénégal a également beaucoup augmenté ses envois (Rey et al, 2004a) pour devenir le 2ème exportateur Ouest-Africain juste derrière la Côte d’Ivoire (ASEPEX, 2016).
La mangue constitue la première production fruitière du Sénégal, essentiellement destinée à la consommation et commercialisation locale, une part non négligeable est cependant dédiée à l’exportation principalement vers l’Union Européenne (12 017 tonnes exportées en 2015), la même année environ 5 000 tonnes ont été expédiées hors Union Européenne (Mauritanie, Ghana, Gabon, Maroc principalement) (ASEPEX, 2016).
Cette filière fleurissante rencontre cependant un certain nombre de contraintes dans la production comme :
• L’irrégularité des pluies irrégulières
• Les maladies fongiques dont l’anthracose principales pathologie fongique
• La mouche des fruits qui cause de sérieux dégâts aux fruits avant et après la récolte
• Les termites qui attaquent les pieds des manguiers, etc.
Généralités sur les mouches des fruits (Diptera : Tephritidae)
Les mouches des fruits constituent un problème phytosanitaire majeur un peu partout dans le monde. Selon les produits et en l’absence de moyens de lutte, les dommages causés par la mouche des fruits peuvent facilement entraîner une perte de récolte de 80% à 100% (White et Elson-Harris, 1992 in Qin et al., 2018). Ce sont des ravageurs d’importance économique pour les cultures fruitières (diverses familles botaniques) mais aussi maraîchères (Solanaceae et Cucurbitaceae) (Duyck, 2005).
Systématique, distribution et biologie des Tephritidaes
Les Tephritidae appartiennent à l’ordre des Diptères, sous ordres des Brachycera, division des Cyclorrapha et de la superfamille des Tephritoidea. Famille de 4300 espèces connues réparties dans 500 genres et six (6) sous familles (Blepharoneurinae, Dacinae, Phytalmiinae, Tachiniscinae, Tephritinae et Trypetinae) (Norrbom, 2004 in Ouedraogo, 2011). On retrouve les Tephritidae dans tous les écosystèmes terrestres à l’exception des zones polaires (Mille, 2010). Les espèces de cette famille présentent une grande diversité, certaines étant polyphages (cas de Bactrocera dorsalis) alors que d’autres sont monophages ou oligophages (Mille, 2010). Les espèces d’importance économique (environ 200) appartiennent essentiellement aux Dacinae (genres Bactrocera, Ceratitis, Dacus, etc.) (De Meyer et al., 2013). Le nom de mouche des fruits regroupe un ensemble (35%) de mouches frugivores de la famille des Tephritidae.
En Afrique de l’Ouest, 117 espèces de Tephritidae ont été décrites 30% des espèces des tribus Dacini et Ceratitidini connues dans la région Afrotropicale ont été recensées dans 5 pays (la Côte d’Ivoire, le Benin, le Ghana, le Togo et le Nigeria) (De Meyer et al., 2013).
Au Sénégal, une étude a recensé 18 espèces (des genres Bactrocera, Ceratitis et Dacus) de mouche des fruits en 4 mois de collecte incluant la campagne de mangue (Vayssières et al., 2004). D’autres études ont également signalé leur présence dans les autres zones agricoles du pays notamment en Basse Casamance (Konta et al., 2016).
Insectes holométaboles, les Tephritidae frugivores ont un cycle de vie à durée très variable selon l’espèce et dépendant d’un certain nombre de facteurs. Le cycle basique est toujours le même pour tous les Tephritidae inféodés aux fruits : la femelle insère ses œufs directement sous la peau des fruits hôtes après avoir creusé une petite loge. A l’éclosion, la larve passe par trois stades en se nourrissant de la pulpe avant de s’empuper dans le fruit ou dans le sol dessous ou à proximité de la plante-hôte dans la plupart des cas (Mille, 2010). L’émergence des adultes est suivie d’une période de 3 à 8 jours au bout de laquelle ils atteignent la maturité sexuelle. Ces adultes peuvent vivre 40-90 Jours (Vayssières et al., 2008 c). Plusieurs facteurs, aussi bien biologiques qu’environnementaux, peuvent affecter directement ou indirectement les taux de survie et de développement des différentes phases du cycle et la fécondité des femelles (Ouedraogo, 2011).
Bactrocera dorsalis (Hendel)
Origine, systématique et répartition
Originaire du Sri Lanka et du Sud de l’Inde, B. dorsalis a été détectée pour la première fois en Afrique, en mars 2003 au Kenya (Lux et al., 2003) .
De la famille des Tephritidae, B. dorsalis (Hendel, 1912) appartient à la sous famille des Dacinae, genre Bactrocera et au complexe Bactrocera dorsalis ((Drew and Hancock, 1994). Des études morphologiques et moléculaires (San Jose et al., 2013, Schutze et al., 2015) ont montré que l’espèce jadis décrite comme la mouche invasive (Bactrocera invadens Drew, Tsuruta & White, 2005), de même que Bactrocera papayae Drew & Hancock, Bactrocera philippinensis Drew & Hancock sont en fait des variantes morphologiques de B. dorsalis.
En 2017, elle avait été détectée dans tous les continents à l’exception de l’Europe et de l’Océanie, en tout, 75 pays dont la majorité 56% en Afrique (42 pays) (Zeng et al., 2019). Depuis son signalement au Sénégal (Vayssières et al., 2004), la mouche B. dorsalis est devenue l’une des contraintes majeures de la filière mangue en particulier pour l’export.
Description
Les adultes des espèces de la tribu des Dacini, ont une forme générale allongée avec un abdomen ovale rétréci en avant, annelé de jaune et un peigne de soies sur le troisième segment de l’abdomen chez certains mâles. Le scutellum est uniforme avec une tendance jaune clair. Les tergites abdominaux ne sont pas fusionnés chez les espèces de Bactrocera contrairement aux espèces de Dacus (Issa, 2007). Bactrocera dorsalis est une espèce d’assez grande taille caractérisée par deux bandes latérales jaunes au niveau du Scutum et un scutellum uniformément jaune à l’exception d’une étroite bande noire à la base (Ekesi et al., 2006). L’anatergite (sclérite triangulaire inversée sur la partie postérolatérale du thorax) et la katatergite (sclérite thoracique liée avec l’anatergite) sont jaunes et presque de même taille. Les ailes sont transparentes avec des nervures costales noirâtres. L’abdomen (tergites abdominaux 3-5) est rayé d’une bande noire en forme de T élargie vers les côtés. Les fémurs sont tous jaunes et les tibias sont sombres, avec les tibias postérieurs visiblement plus foncés (Issa, 2007).
Les œufs allongés, légèrement incurvés et de couleur blanc crème mesurent en moyenne 1 mm de longueur et 0,2 mm de diamètre. Ils sont déposés dans des loges façonnées par la femelle juste avant la ponte, à l’aide de son ovipositeur (Mille, 2010).
Les larves sont typiques des diptères (asticots blancs) présentant 3 segments thoraciques et 8 segments abdominaux. Les 3 stades larvaires successivement L1, L2, L3, en ordre croissant de taille sont acéphales, apodes et caractérisées par la présence de crochets buccaux, de stigmates antérieurs et postérieurs dont la morphologie change d’un stade de développement à un autre (Fletcher, 1987, Anderson, 1963 in Gomina, 2015).
La pupe de couleur brune s’enfouit à de faible profondeur dans le sol où elle reste jusqu’à l’émergence de l’adulte qui sort de la pupe grâce à un opercule.
Biologie et cycle de développement de Bactrocera dorsalis
Le cycle basique est toujours le même pour tous les Tephritidae inféodés aux fruits décrit précédemment. Après l’émergence, les adultes ont besoin d’apports réguliers en eau et en hydrates de carbone pour survivre (Mille, 2010). En moyenne, la durée de développement des œufs est de 1,2 jours, 11jours pour le stade larvaire et 12 pour le stade pupal, l’adulte peut vivre en moyenne 73 jours (Ekesi et al., 2006). Cette durée varie en fonction des conditions du milieu (température et humidité relative notamment). En effet, la durée de développement des œufs qui est de 1,24 jour à 35°C passe à 5,71 jours à 15°C (Rwomushana, 2008).
Plantes hôtes et incidence économique de Bactrocera dorsalis
Bactrocera dorsalis l’un des insectes les plus nuisibles aux cultures fruitières à travers le monde avec une large gamme de plantes hôtes composées de plus de 250 espèces de plantes fruitières (Zeng et al., 2019). Au Sénégal, B. dorsalis est présent tout le long de l’année avec des fluctuations de la population tout au long de l’année, elle a été enregistrée sur 17 plantes hôtes dans la zone des Niayes (Boinahadji et al., 2019).
Les Tephritideae constituent un des problèmes entomologiques majeurs des manguiers en Afrique de l’Ouest et dans le monde. Ces espèces préoccupent tant par leurs dégâts directs sur les fruits que par la destruction des lots du fait de la quarantaine en rigueur dans les principaux importateurs. B. dorsalis est l’espèce la plus nuisible à la mangue sous nos latitudes. Au cours d’une saison de fructification, plusieurs générations se succèdent provoquant une multiplication exponentielle de la population. Des pourritures secondaires se développent dans les fruits à partir des piqûres de pontes ou des galeries de larves et les fruits piqués chutent et pourrissent provoquant la perte de nombreux fruits (Vannière et al., 2004).
En Afrique, sur 1,9 Mt de mangues produites annuellement (Vayssières, 2004), diverses instances internationales (AFFI, FAO…) estiment à 30 à 40% les pertes dues à ces Tephritidae ce qui représente plus de 760 000 t. Chaque année des containers entiers en provenance d’Afrique sont détruits dans les ports et aéroports européens à cause de ces insectes de quarantaine. L’ampleur de ces dégâts s’explique autant par le manque de diagnostic et d’expertise locaux que par celle des technologies appropriées disponibles pour y faire face (Vayssières, 2004).
Lutte contre Bactrocera dorsalis
Diverses méthodes de lutte sont aujourd’hui développées pour combattre les différents Tephritidae nuisibles aux cultures fruitières.
• La lutte chimique qui repose sur l’utilisation de pesticides chimiques à large spectre d’action, seuls ou mélangés à des attractifs alimentaires (Roessler, 1989 in Diatta, 2018).
• La lutte biologique : consistant en l’utilisation d’agents auxiliaires (prédateurs, parasitoïdes et entomopathogènes), la stérilisation des mâles,… permettant de maintenir la population à un seuil économiquement acceptable.
• La lutte intégrée qui associe diverses méthodes.
Généralités sur la génétique du paysage
La génétique du paysage est un nouveau domaine de recherche intégrant l’écologie du paysage, les statistiques spatiales et la génétique des populations (Storfer et al., 2007). Son objectif est de décrire et d’analyser l’influence des structures paysagères et des facteurs environnementaux sur la structuration spatiale de la variabilité génétique des populations (Manel et al., 2003). Elle s’intéresse plus précisément aux interactions entre les structures paysagères et les processus micro-évolutifs tels que les flux de gènes, la dérive génétique ou la sélection. Cette approche est de première importance pour la gestion des populations car elle donne des informations pertinentes sur la connectivité des paysages (Cosson et al., 2006).
L’écologie du paysage quant à elle s’intéresse à l’organisation et à la dynamique des structures paysagères et à leurs interactions avec les processus écologiques (Selman, 1993 in Soti, 2018). Elle vise à étudier les effets sur les organismes vivants de la variation spatiale dans les paysages à différentes échelles (Marrec, 2014). Dans la perspective écologique, le paysage est défini comme un espace hétérogène composé d’une mosaïque d’écosystèmes en interaction qui interagissent et se répètent de façon similaire dans l’espace. Telle qu’elle est connue aujourd’hui, l’écologie « numérique » du paysage avec l’utilisation accrue des mathématiques et du calcul numérique ne s’est développée que beaucoup plus récemment dans les années 80 (Soti, 2018).
La génétique du paysage dans le cadre de la lutte contre B. dorsalis permettra de mieux cerner les interactions entre les éléments du paysage et la génétique des populations de ce ravageur.
Matériel et méthodes
Présentation de la zone d’étude
Zone des Niayes
La zone des Niayes s’étend sur 180 km entre Dakar et Saint Louis le long du littoral Nord (grande côte) sa largeur varie de 5 à 30 km, vers l’intérieur, elle est limitée par la route nationale Dakar-Saint Louis (Fall et al., 2001). Administrativement, elle couvre une partie des régions de Thiès, Louga et toute la région de Dakar sur une superficie de 3090 km2 (Ndao, 2012).
Sur le plan géomorphologique, les Niayes sont une alternance de dunes et d’inter-dunes (Ndiaye et al., 2012) reposant sur une nappe peu profonde. Dans les dépressions inter-dunaires, les sols, riches constituent un milieu propice aux cultures maraîchères et fruitières (Ba, 2008).
Le climat des Niayes est un climat tropical avec une saison sèche et une saison pluvieuse. Les précipitations sont unimodales de juillet à septembre (précipitations moyennes de 450 mm par an) et un climat relativement frais et humide généré par la proximité de l’océan Atlantique (températures moyennes journalières allant de 18°C à 30°C) (Sarron et al., 2018).
Sites de l’étude et types de vergers
Les différents sites ont été choisis en fonction de la typologie des systèmes de production (et donc de la composition paysagère) et de la disponibilité des propriétaires dans la zone des Niayes (Cf Annexe 1).
• Les Vergers de type T1 (vergers traditionnels) : Sangalkam
Les vergers de manguiers de type 1 (T1) sont constitués de petites exploitations familiales avec une grande diversité variétale. Les plantes sont quasiment laissées à l’état sauvage avec peu ou pas d’entretien, pas d’irrigation ni d’intrants.
• Les Vergers de type T2 (vergers diversifiés) : Carmel et Gorom2
C’est un type intermédiaire caractérisé par une association de culture du manguier avec d’autres plantes fruitières (agrumes, papayers, anacardiers,…) mais aussi du maraîchage. Les manguiers bénéficient de l’irrigation et des intrants du maraîchage.
• Les Vergers de type T3 (vergers intensifs) : Notto et Sébikotane
Ce sont des exploitations de type industriel avec une culture monovariétale (Kent principalement) qui sont destinés essentiellement à l’export. Ces vergers bénéficient d’un entretien (irrigation, apport d’intrants,…) mais aussi de mesures de protections phytosanitaires. Les manguiers sont de taille très homogène car taillés régulièrement et disposées en lignes.
Matériel biologique
Le matériel végétal est constitué de mangues de la variété Kent présentant des signes de piqûres (molles au touché, taches de piqures, début de décomposition, etc.). Ces mangues sont récupérées puis incubés au laboratoire. Les mouches adultes sont issues des pupes extraites de ces mangues.
Méthodologie
Acquisition des données paysagères et climatiques
Une cartographie est réalisée par vols programmés avec le programme Pix4Dcapture 3.2 (Pix4D SA, Lausanne, Switzerland) grâce au drone Quadricoptère DJI Mavic Pro (DJI Inc., Shenzhen, China) équipé d’un capteur visuel de 12 Mégapixels (Cf Annexe 2) qui a permis d’avoir des images VHR et géoréférencées avec un recouvrement frontal de 80% et latéral de 70%. Ces images géo référencées ont permis de générer une RGB orthomosaïque (image géo référencée dont la géométrie a été corrigée), un modèle numérique de terrain (DTM) et un modèle numérique de surface (DSM) pour chaque verger à l’aide du programme Pix4Dmapper Pro software (Pix4Dmapper 1.3 ; Pix4D SA, Lausanne, Switzerland).
L’algorithme GEOBIA implémenté dans le programme eCognition Developer 9 software (Trimble Geospatial, Munich, Germany) en se servant des RGB et du modèle de hauteur de la canopée (CHM obtenu à partir du DSM et du DTM) a permis de réaliser la carte d’occupation du sol (identification des différentes tâches sur la carte) (Cf Annexe 4 – 8). Les cartes ainsi obtenues ont été chargées, corrigées et traitées sur le programme ArcGIS 10.3 (ESRI, Redlands, CA, USA). Les statistiques paysagères sont extraites à l’aide du programme Fragstat version 4.2.1 (McGarigal et al., 2012).
Les données climatiques (Température et humidité) ont été suivies grâce à des loggers de type Hobbo (pendant) placés dans ou à proximité des différents vergers sous abris (Cf Annexe 3). Les températures sont enregistrées toutes les10 minutes.
Échantillonnage et élevage des mouches
Les fruits infestés sont ramassés par terre sous les manguiers par verger, séparément. Les mangues sont ramenées par la suite au laboratoire pour l’incubation. Celle-ci se fait dans des pots dont le fond est préalablement couvert de sable pour permettre la pupaison à la fin du développement larvaire, le tout recouvert d’un tissu pour empêcher un envol des adultes en cas d’émergence avant l’extraction. Les pupes sont extraites au bout de 10 jours d’incubation par tamisage du sable de fond, puis elles sont placées en cages d’élevage avec de la nourriture (sucre roux) et de l’eau. A l’émergence, les adultes sont récupérés et directement placés dans de l’alcool 90° (Cf Annexe 9 – 11).
Protocole moléculaire
Gènes d’intérêt Cytochrome C Oxydase I et le Cytochrome B
Les gènes utilisés dans ce travail sont le cytochrome Oxydase I (COI) et le Cytochrome B (CytB), deux gènes mitochondriaux.
Le COI, gène mitochondrial impliqué dans la chaîne respiratoire, code pour une enzyme qui est le composant terminal du complexe de la chaîne respiratoire bactérienne et mitochondriale qui catalyse la conversion de l’énergie redox en ATP (Lenka et al., 1998). Le COI est adopté comme barcode pour les animaux (séquence de 600-700bp) (Cameron, 2014). Le cytochrome B, région d’un millier de paires de base est également un gène mitochondrial, il code pour une protéine impliquée dans le transfert d’électrons transmembranaires par lequel l’énergie d’oxydo-réduction est convertie en une force protomotrice (Mbaye, 2015). Tout comme les autres gènes mitochondriaux, le COI et CytB sont couramment utilisés pour des études systématiques, de génétique des populations et phylogéographiques, de l’évolution moléculaire,… (Cameron, 2014). Et ce du fait d’un certain nombre d’avantage par rapport à l’ADN nucléaire notamment l’absence d’introns, la présence de milliers de mitochondries par cellule (bon potentiel d’extraction en qualité et en quantité), une hérédité exclusivement maternelle et un fort taux de mutations (10 fois plus que pour l’ADN nucléaire) (Al Khatib, 2015).
Extraction de l’ADN des mouches
L’ADN total de chaque mouche a été extrait grâce au protocole Zymo (Quick-DNA™ Miniprep Plus Kit). Pour ce faire, chaque mouche dépourvue de son abdomen est placé dans un tube 1,5 ml auxquels on rajoute 95µl d’eau, 95µl de tampon de lyse tissulaire et 10 μl de Protéinase K, le tout incubé à 55° pendant 3 heures après passage au vortex ; ce qui entraine une dissociation tissulaire et la digestion des protéines, les débris insolubles sont éliminés par centrifugation à 1256,6371 rad/s pendant 1 minute et le surnageant récupéré dans un nouveau tube. Le lysat ainsi obtenu, ajouté de deux volumes de tampon de liaison génomique est chargé sur la colonne contenant une membrane de silice dans un tube de collection de 2 ml (fourni par le kit) et centrifugé à 1256,6371 rad/s pendant 1 minute, liant ainsi sélectivement l’ADN (chargé négativement) à la membrane de silice (chargée positivement), les autres débris sont éliminés au fond du tube. La colonne est récupérée et placée dans un nouveau tube de collection. L’ADN est purifié par la suite en ajoutant successivement 400 µl de tampon de prélavage et 700 µl de solution de lavage (une centrifugation à 1256,6371 rad/s pendant 1 minute est réalisée après l’ajout de chaque solution), débarrassant l’ADN de ses contaminants résiduels. La colonne transférée dans un nouveau tube, 50 µl de tampon de dilution sont ajoutés directement sur la matrice, le tout centrifugé à vitesse maximale pendant 1 minute après incubation de 5 minutes à température ambiante. L’ADN purifié ainsi obtenu est conservé à -20°C.
La lecture des extraits d’ADN a été faite par migration électrophorétique sur gel d’agarose à 1,5% (1,5 g d’agarose dissout dans 100 ml de tampon TAE) sous une tension de 100 volts pendant 30 minutes avec 7 μl d’extraits d’ADN + 3 μl de bleu de bromophénol (bleu de charge). Les gels sont ensuite placés sous UV et l’ADN génomique visualisé par fluorescence (Cf Annexe 12).
Amplification par PCR du gène d’intérêt
La PCR consiste en une amplification sélective in vitro d’une séquence particulière d’ADN matrice par extension de deux amorces par une ADN polymérase (Taq polymérase), en présence de désoxyribonucléotides (dNTP) et d’ions Mg 2+.
Pour les deux gènes, l’amplification est réalisée dans un volume réactionnel de 25 μl contenant 15,375 μl d’eau MilliQ, 5 μl de Tampon (10X), 0,5 μl de dNTP, 0,5 μl de chaque amorce, 1 µl de MgCl2, 0,125 μl de Taq polymérase et de 2 μl d’extrait d’ADN dilué au 10e. La PCR a lieu dans un thermocycleur (Bioer XP Thermal Cycler). Les tableaux 2 et 3 présentent respectivement les amorces utilisées et les conditions d’amplification PCR.
Le séquençage de ces données moléculaires a été réalisé par la société Macrogen (https://dna.macrogen-europe.com/) et permet d’obtenir des séquences analysables par les outils bio-informatiques. Le procédé consiste en une réaction PCR qui a la particularité d’utiliser des amorces modifiées, c’est-à-dire des didesoxyribonucléotides dépourvus de groupement OH à l’extrémité 3’ de leur ribose et couplées à des fluorochromes (ddNTP) : ddATP (vert), ddTTP (rouge), ddGTP (noir) et ddCTP (bleu). Chaque échantillon a été séquencé en utilisant l’amorce sens (F)
Traitement des donnéesRecueil des données
Les données paysagères et climatiques (températures moyennes mensuelles durant la période d’échantillonnage) ont été recueillies et ordonnées par verger sur tableur Excel pour traitement statistique ultérieur.
Les indices paysagers retenus dans cette étude sont des indices de composition. Les indices suivants ont été sortis à l’aide du logiciel Fragstat version 4.2.1 (McGarigal et al., 2012) pour chaque verger. Ces différents paramètres permettent d’appréhender la richesse/diversité de composition des vergers. NP : Nombre de patchs ou taches dans le verger
PD : Patch Density, c’est le nombre de taches par unité de surface (ha)
PR : Patch Richness qui donne le nombre de type de taches sur le paysage
PRD : Patch Richness Density s’intéresse au nombre de type de taches par unité de surface (ha) SHDI (Shannon Diversity Index) et SIDI (Simpson Diversity Index), respectivement indice de diversité de Shannon et indice de diversité de Simpson permettent d’évaluer la diversité du paysage (espèces végétales) pour chaque verger. SHDI = -∑ (ni/N)* ln (Ni/N) SIDI =1 -∑ [ ( −1) ( −1)]
N = Nombre total d’individus dans le site
Ni = Nombre d’individus de l’espèce i
Analyses moléculaires
Alignement des séquences
Les séquences génétiques ont été nettoyées, corrigées et alignées avec le logiciel BioEdit version 7.2.5 (Hall, 1999) pour un alignement multiple en utilisant l’algorithme ClustalW (Thompson, 1994). Cette étape très importante permet de mettre en évidence les similitudes entre les différentes séquences. Les séquences d’un même site (verger) sont alignées côte à côte permettant de voir ainsi dès ce niveau les différences (polymorphisme) pouvant exister entre séquences de sites différents.
Diversité génétique
Une fois les séquences alignées, tout d’abord, les paramètres basiques de la diversité à savoir la taille de l’échantillon n, le nombre de sites N, le nombre de sites variables (informatifs et non informatifs), le nombre total de mutations Eta, le nombre d’haplotypes h, le nombre moyen de différences nucléotidiques k, les fréquences nucléotidiques, la nature des mutations, le taux de mutations R ont été estimés en utilisant les logiciels DnaSP version 5.10.01(Librado et Rozas, 2009) et MEGA version 7.0.14 (Kumar, Stecher, & Tamura, 2016). Ces paramètres permettent d’apprécier le niveau de polymorphisme
Les indices de la diversité génétique : diversité haplotypique hd et la diversité nucléotidique Pi sont déterminés avec DnaSP version 5.10.01 (Librado et Rozas, 2009).
Les éléments de la structure génétique (FST, distances génétiques, pourcentage de variations) entre et au sein des deux vergers ont été déterminés avec le test AMOVA sur le logiciel Arlequin version 3.5.1 (Excoffier & Lischer, 2010). Les distances génétiques sont calculées sur la base du modèle du Maximum de vraissemblance)
Tests statistiques
Tout d’abord, des tests de normalité (Shapiro-Wilk) ont été effectués pour vérifier la distribution des données. Par la suite, les paramètres de la diversité génétique ont été corrélés (corrélation par la méthode de Kendall test non paramétrique adapté aux données n’ayant pas une distribution suivant la loi normale) à ceux de la diversité paysagère dans l’objectif de voir s’il existe une relation entre ces deux types de paramètres. Ces tests ont été effectués avec le logiciel Rstudio version 1.2.5033.
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Table des matières
Liste des Tableaux
Table des matières
Introduction
Chapitre I : Synthèse bibliographique
I. Généralités sur le manguier Mangifera indica L.
I.1. Origine, Taxonomie et distribution
I.2. Description
I.2.1. Arbre
I.2.2. Fruit
I.2.3. Eléments de Bio-écologie
I.2.4. Variété Kent
I.3. Production et commercialisation de la mangue au Sénégal
II. Généralités sur les mouches des fruits (Diptera : Tephritidae)
II.1. Systématique, distribution et biologie des Tephritidaes
II.2. Bactrocera dorsalis (Hendel)
II.2.1. Origine, systématique et répartition
II.2.2. Description
II.2.3. Biologie et cycle de développement de Bactrocera dorsalis
II.2.4. Plantes hôtes et incidence économique de Bactrocera dorsalis
II.2.5. Lutte contre Bactrocera dorsalis
III. Généralités sur la génétique du paysage
Chapitre II : Matériel et méthodes
I. Présentation de la zone d’étude
I.1. Zone des Niayes
I.2. Sites de l’étude et types de vergers
II. Matériel biologique
III. Méthodologie
III.1. Acquisition des données paysagères et climatiques
III.2. Échantillonnage et élevage des mouches
III.3. Protocole moléculaire
III.3.1. Gènes d’intérêt Cytochrome C Oxydase I et le Cytochrome B
III.3.2. Extraction de l’ADN des mouches
III.3.3.Amplification par PCR du gène d’intérêt
III.4. Traitement des données
III.4.1. Recueil des données
III.4.2. Analyses moléculaires
III.4.2.1. Alignement des séquences
III.4.2.2. Diversité génétique
III.4.3. Tests statistiques
Chapitre III : Résultats et discussion
I. Résultats
I.1. Diversité paysagère
I.2. Polymorphisme et diversité génétique
I.3. Structuration génétique
I.4. Corrélations entre paramètres de diversités génétique et paysagère
II. Discussion
Conclusion et perspectives
Références bibliographiques
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