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Intérêts des valeurs de référence
Les valeurs de référence sont mises à profit comme index dans de multiples circonstances.
Intérêts dans le diagnostic médical
L’établissement des valeurs de référence pour chaque constituant biologique permet aux cliniciens : [25]
De fixer une limite de décision adaptée à chaque cas particulier de patient ;
De vérifier un état de santé chez un patient ;
D’alerter le patient sur les risques encourus ;
De confirmer ou conforter un diagnostic médical ;
De dépister une affection cliniquement non décelable. [20]
Intérêts dans le pronostic et le suivi thérapeutique
L’étude comparative des valeurs de référence des populations saines et des valeurs des populations malades permet de classer les examens suivant leur pouvoir discriminant.
Les valeurs de référence permettent également d’évaluer l’effet thérapeutique, et/ou de surveiller un risque dû à la prise de médicaments. On peut ainsi évaluer la position d’une mesure isolée par rapport aux limites de distribution d’une population saine ou sous la même thérapeutique et en tirer des conclusions quant à la suite du traitement (le poursuivre ou le modifier). [20]
Intérêts en épidémiologie
L’établissement des valeurs de référence permet de mesurer la prévalence de certaines pathologies dans une population à un échelon régional, national ou international. Pour cela il est souhaitable que l’influence des variations biologiques soit réduite au minimum.
Une autre application épidémiologique est la comparaison des valeurs observées sur des populations très différentes. On peut ainsi étudier des différences ethniques, de régime alimentaire, de régime socioculturel ou génétique.
On peut également suivre l’évolution à long terme des conditions de santé d’une population. De même les conditions de transmissibilité des valeurs de référence d’un laboratoire à l’autre, ou d’un pays à l’autre, pourront être précisées.
En somme, les intérêts multiples des valeurs de référence dans notre contexte justifient le bien fondé de notre travail. [20]
Etablissement des valeurs de référence
Pour un nouvel analyte ou une nouvelle méthode, s’il n’existe pas de données fiables de la littérature, le laboratoire utilisera le protocole de base pour déterminer l’intervalle de référence et ses limites. Si les données existent, il peut être préférable de valider les intervalles de référence publiés. [22]
Le protocole de base comporte une série d’étapes successives parfaitement décrites dans les documents publiés par l’IFCC-LM [1, 23] et les récentes recommandations de l’IFCC-LM et du CLSI [2, 6]. En voici un résumé simplifié :
– Etablir la liste des facteurs de variations biologiques et analytiques (à partir des données de la littérature) ;
– Déterminer les critères d’exclusion et de partition sur la base d’un questionnaire adapté ;
– Rédiger un formulaire de consentement écrit et le faire signer par les individus sélectionnés ;
– Classer les individus de référence potentiels sur la base des données du questionnaire ou d’autres modes d’évaluation de l’état de santé ;
– Exclure les individus de l’échantillon de référence en fonction de critères prédéterminés ;
– Définir le nombre adéquat d’individus de référence ;
– Préparer les individus sélectionnés pour la collecte de l’échantillon en adéquation avec les procédures habituellement utilisées pour les patients au laboratoire ;
– Recueillir et traiter les échantillons ;
– Collecter les valeurs de référence : analyser les spécimens suivant des méthodes bien définies et décrites ;
– Contrôler les valeurs de référence : Établir un histogramme pour évaluer la distribution des données ;
– Analyser les valeurs de référence : sélectionner une méthode statistique puis calculer les limites de référence et l’intervalle de référence ;
– Documenter l’ensemble des étapes et des procédures suivies.
Sélection des individus de référence
La définition de l’état de « bonne santé » est particulièrement complexe à établir et suppose qu’une multitude de conditions soient réunies.
Dans une première étape, les individus « malades » ou présentant des « facteurs de risques » seront exclus de l’échantillon. Dans une deuxième étape, on divisera l’échantillon de référence en sous-classes représentatives (on se limite, en pratique, le plus fréquemment au sexe et à l’âge). [5]
Technique d’échantillonnage directe
Lorsque les critères d’exclusion et de partition sont bien définis avant la sélection des individus de référence, on parle de sélection a priori. Ces critères sont basés sur les données de la littérature. Le processus de sélection sera mis en place avant le prélèvement sanguin.
Lorsque ces mêmes critères sont appliqués après que le prélèvement ait été fait on parle d’échantillonnage a posteriori. On préfère cette méthode pour tout nouvel analyte ou lorsque les données de la littérature sont peu riches en informations pour déterminer les critères de sélection. [22]
Echantillonnage a posteriori
Il est réalisé sur une population importante tout venant (généralement > 1000).
Elle consiste d’abord à préparer les sujets pour le prélèvement, ensuite à leur soumettre un questionnaire, Après quoi, on effectue le prélèvement qui est traité pour ensuite être analysé.
Avec les résultats obtenus, on sélectionne un échantillon de référence à partir des critères de partition et d’exclusion,
Enfin, on établit des valeurs de référence. [5, 22]
Echantillonnage à priori
Contrairement à la sélection a posteriori, la sélection a priori s’effectue par mesure directe des constituants biologiques sur un échantillon limité de la population (généralement entre 50 et 150 individus de référence)
On sélectionne d’emblée notre échantillon de référence sur la base de critères de partition et d’exclusion.
Une fois les sujets choisis, on les prépare au prélèvement avant de l’effectuer.
Ensuite, les spécimens recueillis sont traités et analysés. Les résultats obtenus sont soumis au traitement statistique en vue de l’établissement des valeurs de référence. [5, 22]
Dans les deux cas de sélection, il est nécessaire de suivre un protocole bien défini qui comporte plusieurs étapes:
La sélection des individus de référence
La préparation des individus pour le prélèvement
Le traitement des spécimens biologiques
L’analyse biochimique par des méthodes fiables
Le traitement statistique des résultats obtenus.
Technique d’échantillonnage indirecte
Les informations contenues dans une base de données d’un laboratoire ou d’un hôpital sont utilisées. Cette technique peut être employée principalement s’il est trop difficile de recueillir des échantillons de personnes en bonne santé. Ce procédé est relativement simple et peu coûteux. L’extraction des données est réalisée par des méthodes statistiques sophistiquées, nécessitant le concours de statisticiens chevronnés.
Facteurs pré-analytiques
L’objectif est de contrôler et de maîtriser les facteurs pré-analytiques significatifs pour en minimiser les effets. Il concerne la préparation du sujet avant le prélèvement, la collecte et le traitement des échantillons (manipulation et conservation). [24]
Les critères d’exclusion visent à sélectionner des groupes d’individus en bonne santé en éliminant les individus malades ou à risques.
Les facteurs de partition visent à classer les individus de référence en différentes sous-classes. Les deux plus courants sont l’âge et le sexe.
Dans certains cas, un critère d’exclusion peut être considéré comme un facteur de partition.
Des listes exhaustives des différents facteurs de variabilité (pré-analytiques, exclusion et partition) sont publiées dans les documents de référence de l’IFCC-LM et du CLSI. [2, 6]
Facteurs analytiques
Les intervalles de référence sont liés à la méthode de mesure employée. Il convient de la décrire soigneusement et de bien maîtriser les facteurs de variation au cours du temps.
La traçabilité par rapport à un système de référence concerne à ce jour très peu d’examens de laboratoire : quand elle existe, elle sera décrite.
Les paramètres à prendre en compte sont bien décrits par Klein et Junge. [16]
Traitements statistiques et analyses des données
Trois méthodes statistiques différentes ont été décrites dans les documents officiels de l’IFCC-LM et du CLSI [2, 6] ; bien d’autres méthodes ont été publiées et de nouveaux travaux sont publiés chaque année.
Les méthodes présentées ci-dessous ont fait leurs preuves et font l’objet à ce jour d’un consensus international.
Méthode paramétrique
Elle est applicable à des populations dont la distribution est normale (« gaussienne »). En cas de doute sur la nature de la distribution, les tests de normalité permettent de trancher : s’ils sont négatifs, on appliquera l’une ou l’autre transformation statistique afin de la normaliser. Ensuite on vérifiera que la nouvelle distribution suit bien la loi normale de Gauss – Laplace.
Cette méthode est peu utilisée en biologie, les distributions observées étant le plus souvent asymétriques. [22]
Méthode non paramétrique
Celle-ci n’exige rien des lois de probabilités, elle est toujours applicable. Elle requiert cependant une sélection soigneuse des individus de référence et un nombre d’individus suffisant (≥ 120). C’est la méthode que recommande actuellement l’IFCC-LM. [2, 22]
Méthode robuste
Cette méthode a été introduite récemment dans le dernier document de l’IFCC/CLSI[2, 22]. Elle peut rendre des services lorsque le nombre de sujets est limité. Elle ne requiert pas que la distribution soit gaussienne.
Sur le plan statistique c’est une méthode proche de la méthode paramétrique, sauf qu’elle mesure la position et la dispersion au lieu de la moyenne et de l’écart-type. [2]
Il existe d’autres méthodes statistiques décrites dans la littérature (méthodes paramétriques traditionnelles, technique de bootstrap, entre autres), mais elles nécessitent le concours de statisticiens expérimentés.
Sur le plan pratique, les deux premières techniques, paramétriques et non paramétriques, sont parfaitement décrites dans les documents originaux de l’IFCC-LM (5), la technique robuste est décrite dans un ouvrage publié en 2005 par Horn et Pesce. [15]
Nombre minimum de valeurs de référence
Les méthodes statistiques classiques imposent un nombre minimal d’au moins 120 valeurs par classe ou sous-classe. En effet, le nombre de valeurs conditionne directement la précision du calcul des limites de référence. En cas de difficulté pour atteindre ce nombre (par ex. : examens coûteux, pédiatrie, prélèvement difficile) il est recommandé d’utiliser exclusivement les méthodes non paramétriques (ou la méthode robuste comme alternative).
Le calcul de l’intervalle de confiance de chaque limite permet de valider le nombre d’individus retenus. Il est généralement admis que l’intervalle de confiance pour chaque limite de référence doit être inférieur à 0,2 fois la largeur de l’intervalle de référence concerné. [2]
Mise en évidence et élimination des valeurs aberrantes
Il convient de bien se rappeler que l’estimation des limites de référence suppose que l’ensemble des valeurs de référence mesurées représente un ensemble homogène.
Deux cas de figure peuvent se présenter : ou bien ces valeurs se trouvent à l’intérieur de la distribution (par ex. : erreur analytique) donc, quasiment indétectables, ou bien elles sont situées à l’extérieur et sont de ce fait facilement repérables.
La première étape est une inspection visuelle de la distribution : elle permet de mesurer l’importance du phénomène.
Dans un second temps on emploiera une méthode statistique. Plusieurs sont couramment utilisées. La plus populaire est la méthode de Dixon: la plus petite (ou la plus grande) valeur observée peut être considérée comme aberrante si la différence (D) entre les deux plus petites (ou les plus grandes) est égale ou supérieure au tiers de l’étendue de l’ensemble des valeurs (R), dans ce cas la valeur extrême doit être éliminée. Ensuite on recommencera avec les deux valeurs extrêmes jusqu’à ce que le critère d’acceptation soit satisfait. [8]
Une autre méthode a été proposée par Tukey: elle suppose que la distribution soit gaussienne. Comme en biologie clinique la plupart ne le sont pas, cela conduit à procéder la plupart du temps à une transformation préalable. On prendra en considération seulement les valeurs de l’intervalle regroupant 50 % des valeurs centrales de l’intervalle de référence. Pour ce faire on calculera les centiles 25 et 75 %, dénommés Q1 et Q3, on calculera l’intervalle Q3-Q1, appelé intervalle interquantile (IIQ). Les nouvelles bornes sont calculées comme suit : la borne basse sera égale à Q1 – 1,5 × IIQ et la borne haute à Q3 + 1,5 × IIQ. Tous les points inférieurs à la borne basse ou supérieurs à la borne haute seront considérés comme des valeurs aberrantes. [25]
Pour conclure ce point, si la sélection des individus de référence est faite correctement et si le processus analytique est bien contrôlé, il ne doit pas y avoir de valeurs aberrantes. Si leur nombre est trop élevé, la révision des critères d’exclusion et de partition s’impose. [2]
Partition des valeurs de référence
Celle-ci n’est justifiée que si cela présente un intérêt sur le plan clinique ou pour des raisons physiopathologiques. Cette condition sera établie préalablement au traitement statistique. La règle généralement admise est que, si la moyenne entre deux sous-classes est statistiquement significative, une partition s’impose.
Deux approches sont proposées par l’IFCC : l’une est la méthode de Harris et Boyd [14] largement utilisée, mais qui suppose que la distribution soit gaussienne ainsi qu’une égale prévalence de chaque sous-classe ; l’autre est la méthode de Lahti. [16]
Cependant, aucune de ces méthodes n’est idéale, notamment pour répondre à la question de la partition impliquant plusieurs sous-classes.
Intervalle de confiance
Les limites de référence calculées par l’un ou l’autre des procédés proposés précédemment ne sont qu’une estimation des centiles de la population étudiée. Calculer les intervalles de confiance permettra à l’utilisateur de garder à l’esprit que cette variabilité est bien une réalité et donner ainsi une estimation objective de celle-ci.
En conséquence, si l’intervalle de confiance paraît trop large, il est toujours possible à l’utilisateur d’élargir la taille de l’échantillon de référence pour atteindre une meilleure précision de l’intervalle de référence. [2, 3].
Les cellules folliculaires.
Ces cellules forment un épithélium simple, posé sur une lame de tissu conjonctif. Leur pôle apical présente des microvillosités pénétrant dans la colloïde. Le pôle basal est lui en contact avec le réseau sanguin. Cette différence entre les deux pôles permet de définir les thyrocytes comme des cellules polarisées. Cette polarité est visible également au niveau des organites intracellulaires : le noyau est localisé dans la partie basale de la cellule, entouré du réticulum endoplasmique, avec un appareil de Golgi encore au-dessus, orienté vers les microvillosités du pôle apical.
De plus, comme pour toute cellule sécrétoire, le réticulum endoplasmique rugueux et l’appareil de Golgi sont particulièrement développés.
Les cellules folliculaires sont maintenues entre elles par des jonctions serrées ou tight junctions, délimitant un compartiment étanche appelé lumière folliculaire. Ces jonctions ne sont retrouvées que du côté apical.
Ce sont ces cellules qui synthétisent les hormones thyroïdiennes.
Leur taille et leur morphologie varient selon l’activité de la glande :
– une cellule plate est relativement inactive, rencontrée lorsqu’il y a beaucoup de colloïde dans la lumière folliculaire ;
– une cellule cubique est au contraire en état d’activité (la cellule cylindrique est rencontrée plus rarement, signe d’une hyperactivité).
Les cellules C ou parafolliculaires.
Ces cellules sont beaucoup moins nombreuses que les thyrocytes (moins de 0,1% de parenchyme thyroïdien). Non concernées par l’activité thyroïdienne, elles ne sont pas en contact avec la colloïde, mais touchent les capillaires.
Elles sécrètent une hormone appelée calcitonine, qui a une action hypocalcémiante. Le taux de calcitonine est utilisé comme un marqueur spécifique du cancer médullaire de la thyroïde. . [3]
La colloïde.
La colloïde est une masse pâteuse jaune plus ou moins abondante selon l’activité de la glande, contenue dans la lumière folliculaire. Elle constitue une réserve d’hormones thyroïdiennes. . [10]
Métabolisme des hormones thyroïdiennes
Apport alimentaire
• Alimentation : Iodure (pas de synthèse endogène !)
• Aliments riche en iodure : sel de mer, crustacés, poissons
• Besoins : de 100 à 150μg/jr et jusqu’à 200μg/jr si grossesse ou allaitement.
• Absorption : intestin grêle
Transport sanguin des hormones thyroïdiennes. [10]
Liaison à :
Thyroxine Binding Globulin TBG 60%
Thyroxine Binding Prealbumine TBPA 30% (Transthyrétine TTR)
Albumine 10%
Libre : T4L (0,03% T4) – T3L (0,3% T3) : formes actives
T4 L = 10 à 23 pmol/l (8 à 18 ng/l)
T3 L = 3,9 à 6,6 pmol/l (2,6 à 4,4 ng/l)
Transformation de T4 en T3. [10]
C’est un processus de désiodation dans tous les organes périphériques cibles, principalement foie, muscles et reins
Les rôles des hormones thyroïdiennes. [10]
Les hormones thyroïdiennes ont un rôle général d’accélérateur des métabolismes de l’organisme, mais aussi des effets spécifiques au niveau de différents tissus.
Effets sur les métabolismes :
Ces hormones augmentent la consommation d’oxygène et la thermogénèse : le métabolisme basal est plus élevé.
La lipogenèse et la lipolyse sont sous la dépendance du fonctionnement de la thyroïde. On constate qu’une augmentation de la T3 et T4 diminue les concentrations sanguines de LDL et de cholestérol. La synthèse hépatique du cholestérol est stimulée, mais la dégradation de celui-ci l’est plus encore.
L’hyperthyroïdie provoque une augmentation de la production de glucose et de son utilisation ayant pour conséquence une glycosurie et une hyperglycémie postprandiale excessive en cas de surplus d’hormones thyroïdiennes.
Sur le métabolisme des protéines, on observe qu’à doses physiologiques, les hormones thyroïdiennes sont anabolisantes grâce à une action directe et indirecte, en stimulant d’autres substances anabolisantes comme les glucocorticoïdes. Cependant, à doses trop élevées, elles ont un effet catabolisant.
Effets spécifiques au niveau des différents tissus. [10]
Os et squelette : Les hormones thyroïdiennes agissent à la fois sur la synthèse et la destruction osseuse, la destruction étant quand même un peu plus active que la synthèse. Par conséquent, une ostéoporose peut apparaître dans les hyperthyroïdies, réversible au retour à l’euthyroïdie.
Muscles et coeur : Ces hormones ont une action sur les protéines musculaires, en particulier la myosine. Au niveau cardiaque, la T3 et la T4 ont un effet chronotrope (augmentent la fréquence cardiaque), ionotrope (augmentent la force de contraction), et dromotrope (facilite la vitesse de conduction). Les muscles lisses sont également concernés, comme ceux impliqués dans la motilité intestinale : une augmentation du métabolisme thyroïdien les stimule, accélérant le transit jusqu’à provoquer une diarrhée.
Le système nerveux : Les hormones thyroïdiennes jouent un rôle important dans le développement et la maturation du système nerveux. Une carence à la naissance ou pendant les premières années de vie peut conduire à un retard mental plus ou moins important. Chez l’adulte, un manque d’hormones va ralentir l’intellect, le sujet devient léthargique. Au contraire, un sujet qui reçoit un excès d’hormones thyroïdiennes est hyper-irritable et réagit excessivement à son environnement.
Le système reproducteur : La thyroïde intervient dans le déroulement de la puberté, une hypothyroïdie peut être responsable d’un retard. Chez l’adulte, un dysfonctionnement thyroïdien perturbe la fertilité et la sexualité.
TSHus : [10]
Actuellement le dosage de la TSH, molécule centrale de la régulation, est considéré comme l’indicateur le plus sensible pour évaluer un dysfonctionnement thyroïdien, notamment par des méthodes de dosages affinées (spécificité des Ac, effet crochet …). Ces dernières années la limite de détection s’est fortement abaissée, avec la commercialisation des trousses dites ultra-sensibles « us », actuellement 3éme génération.
Les concentrations de TSH sont corrélées à la concentration de T4L de façon exponentielle : une diminution de T4L d’un facteur 2 amène une augmentation de la TSH d’un facteur 100 [10]; inversement, une augmentation de T4L d’un facteur 2 entraine une diminution de TSH d’un facteur 100[10]. La TSH est donc beaucoup plus informative que la T4L dans le dépistage des hypo- et hyper- thyroïdies. Leurs dosages associés sont redondants dans le bilan initial.
La concentration sérique basale de TSH est comprise entre 0,3 et 6 mU /L (1,8-36 pmol /L). Les valeurs de référence peuvent varier en fonction des trousses utilisées et la technique utilisée doit être mentionnée dans le compte rendu de biologie médicale.
Certains facteurs de variations sont à noter : un rythme circadien mineur à maximum nocturne, un pic au moment de la naissance, une diminution au 1er trimestre de grossesse.
Hormones libres : T4L et T3L : [10]
La T4 libre étant le reflet majeur de l’activité sécrétoire de la glande thyroïde, une variation minime de T4 entraîne de grandes variations de TSH mais avec un temps de latence certain, dont il faut tenir compte lors de l’équilibre d’un traitement substitutif.
La T3 libre est le marqueur périphérique car seulement 15 à 20 % sont d’origine thyroïdienne ; mais de nombreuses circonstances peuvent modifier la désiodation.
Ce sont des dosages difficiles car l’équilibre dynamique entre les hormones et leurs protéines de transport rend impossible un dosage direct. La méthodologie comprend donc une extraction (physicochimique ou plus récemment immunochimique) des hormones libres et un immuno-dosage par compétition.
Elles sont deux fois moins prescrites que la TSH (qui représente environ 15% des prescriptions de paramètres biochimiques, soit en 2éme position derrière la glycémie). Compte tenu des recommandations professionnelles, la T4L est plus dosée des deux, la T3L étant surtout évaluée dans les hyperthyroïdies frustres.
Les valeurs de référence sont :
-T4L=10-23 pmol /L (8-18ng/L)
-T3L=3,9-6,6 pmol/L (2,6-4,4 ng/L)
Les facteurs de variations sont nombreux :
-l’âge : nouveau-né, sujet âgé ;
-la grossesse (augmentation de T4L au 3éme trimestre) ;
-l’insuffisance rénale chronique (diminution de T4L) ;
-les interférences pharmacologiques avec variations dissociées des concentrations des hormones T4L et T3L lors de traitements par furosémide, héparine, salicylates, amiodarone, inducteurs enzymatiques, corticoïdes…
Dosage des auto-anticorps : [10]
Les auto-Ac antithyroïdiens sont nombreux et leur dosage , réalisé maintenant par immunoanalyse, aide au diagnostic étiologique des affections thyroïdiennes auto-immunes. Non spécifiques de ces pathologies, ces auto-anticorps sont dirigés contre des substances sécrétées par la thyroïde :
– Auto-anticorps antithyroglobuline (Tg) : surtout dans la maladie de Basedow (25%) et la thyroïdite d’Hashimoto ; ils ont été les premiers découverts. Ils sont polyclonaux, de nature immunoglobuline G (Ig G), ne fixent pas le complément mais peuvent donner des immunocomplexes circulants ou fixés sur la thyroïde. Leur présence est le plus souvent associée à celle des auto-Ac antithyroperoxydase, leur détection n’est recommandée qu’en absence de ceux-ci ;
– Auto-anticorps antithyroperoxydase (TPO) : ils sont polyclonaux, de nature Ig G, cytotoxique, détectés dans les affections thyroïdiennes auto-immunes que sont la maladie de Basedow (80%) et la thyroïdite d’Hashimoto (titre très élevé) ;
– Auto-anticorps antirécepteur de TSH (R-TSH) : c’est une IgG passant le placenta d’où une possible toxicité foetale, qui peut être :
• le plus souvent stimulante (Thyroid Stimulation Antibody =TSab, anciennement LATS) dans la maladie de Basedow et dont le titre pourrait fournir une indication pronostique ; sous antithyroïdiens de synthèse (ATS), leur concentration diminue,
• ou rarement bloquante (Thyroid Blocking Antibody TBab – antagoniste de TSH) dans la thyroïdite d’Hashimoto.
D’autres auto-Ac existent de façon plus rare : antisymporteur, antihormones thyroïdiennes… Ces derniers peuvent interférer avec le dosage des hormones libres.
Par ailleurs, il est à noter qu’environ 10% de la population mondiale présente ces auto-Ac sans pathologie thyroïdienne[10].
Test a la TRH [10]
La régulation par l’axe hypothalamo-hypophysaire est à la base de ce test dynamique qui consiste à injecter par voie intraveineuse 250 μg de TRH (Protiréline) et de doser la TSH avant puis 30 et 60 minutes après l’injection. La réponse est appréciée par la différence entre la concentration basale et le pic de sécrétion ; elle est normalement inférieure à 20 mU/L.
Les indications de ce test dynamique sont maintenant limitée depuis l’apparition du dosage TSHus, notamment de 3éme génération. Elles concernent les insuffisances hypophysaires, les hypothyroidies frustres et la sécrétion inappropriée de TSH.
Surveillance biologique des traitements : [10]
Dans la surveillance biologique d’une hypothyroïdie traitée par thyroxine, il faut attendre 6 à 8 semaines après avoir atteint le palier de dose thérapeutique envisagée pour évaluer la TSH, puis environ 3 mois après toute modification de traitement. Apres équilibre, un dosage 1 à 2 fois par an est préconisé. Chez les patients soupçonnés de non compliance au traitement substitutif, les dosages associés de TSH et T4L montrent une discordance.
Dans la surveillance biologique d’une hyperthyroïdie traitée par des antithyroïdiens de synthèse (ATS), un délai d’au moins 4 semaines est nécessaire pour évaluer la T4L. Le dosage de la T3L n’est pas indispensable ; il est réalisé seulement dans le cas des hyperthyroïdies à T3 ou lors d’une maladie de Basedow traitée pour laquelle une rechute est suspectée (son augmentation est alors observée). L’obtention de l’euthyroïdie est affirmée par la concentration des hormones libres. Du fait des effets secondaires des ATS, une surveillance hématologique est nécessaire (Numération Formule Sanguine : NFS). Dans la surveillance biologique d’une hyperthyroïdie traitée par de l’iode radioactif, le suivi est réalisé par l’évaluation de la T4L dans les 4 à 6 semaines après le début du traitement et ce, pendant 3 mois. Lors d’un traitement ablatif chirurgical, un dosage de TSH et de T4L sont réalisés sous un mois puis chaque trimestre pendant un an.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIER CHAPITRE : RAPPELS BIBLIOGRAPHIQUES
I. CONCEPT DE VALEURS DE REFERENCE
1. Définitions
1.1. Valeur observée
1.2. Individu de référence
1.3. Echantillon de référence
1.4. Population de référence
1.5. Intervalle de référence
1.6. Limites de référence
1.7. Valeurs de référence
1.8. Valeurs normales
1.9. Valeurs usuelles
2. Intérêts des valeurs de référence
2.1. Intérêts dans le diagnostic médical
2.2. Intérêts dans le pronostic et le suivi thérapeutique
2.3. Intérêts en épidémiologie
3. Etablissement des valeurs de référence
3.1. Sélection des individus de référence
3.2. Facteurs pré-analytiques
3.3. Facteurs analytiques
3.4. Traitements statistiques et analyses des données
3.5. Nombre minimum de valeurs de référence
3.6. Mise en évidence et élimination des valeurs aberrantes
3.7. Partition des valeurs de référence
3.8. Intervalle de confiance
II. GENERALITES SUR LES HORMONES THYROÏDIENNES.
1. Rappels anatomo-histologiques de la glande thyroïde.
1.1. Anatomie.
1.2. Vascularisation.
1.3. Histologie.
2. Métabolisme des hormones thyroïdiennes
2.1. Apport alimentaire
2.2. Biosynthèse au niveau de la thyroïde
3. Structure des hormones thyroïdiennes.
4. Régulation de la biosynthèse
5. Transport sanguin des hormones thyroïdiennes.
6. Transformation de T4 en T3.
7. Les rôles des hormones thyroïdiennes.
8. Catabolisme périphérique.
9. Variation physiologique.
III. EXPLORATION DE LA FONCTION THYROÏDIENNE
1. Dosages hormonaux.
1.1. Prélèvements :
1.2. TSHus :
1.3. Hormones libres : T4L et T3L :
2. Dosage des auto-anticorps :
4. Surveillance biologique des traitements :
5. Bilan complémentaire dans le diagnostic et le suivi des cancers thyroïdiens
5.1. Dosage de la thyroglobuline circulante :
5.2. Test à la pentagastrine :
6. Interprétation des résultats de l’exploration fonctionnelle de la thyroïde :
6.1.Dosage de TSH
6.2. Interactions médicamenteuses
6.3. Dosage de la T4L (éventuellement T3L) :
6.4. Dosage des anticorps
DEUXIEME CHAPITRE : TRAVAIL PERSONNEL
I. MATERIEL ET METHODES D’ETUDE
1. Cadre, période d’étude et type d’étude
2. Population d’étude
3. Critères d’inclusion
4. Critères de non inclusion
5. Recueil et traitements des échantillons
6. Traitement statistique des données
II. RESULTATS :
1. Population d’étude
2. Répartition de la population en fonction du sexe
3. Répartition de la population en fonction de l’âge
4. Répartition de la population en fonction du sexe et de l’âge
5. Valeurs usuelles de TSHus , T4L et T3L dans la population d’étude
6. Valeurs usuelles de TSHus , T4L et T3L en fonction du sexe
7. Valeurs usuelles de TSHus, T4L et T3L en fonction de l’âge
III. COMMENTAIRE
CONCLUSION
REFERENCES
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